European Journal of BiochemistryVolume 42, Issue 1 p. 89-95 Free Access A Linear Steady-State Treatment of Enzymatic Chains General Properties, Control and Effector Strength Reinhart Heinrich, Reinhart Heinrich Institut für Physiologische und Biologische Chemie, Medizinischer Bereich der Humboldt-Universität, DDR-104 Berlin, Hessische Straße 3/4 German Democratic RepublicSearch for more papers by this authorTom A. Rapoport, Tom A. Rapoport Institut für Physiologische und Biologische Chemie, Medizinischer Bereich der Humboldt-Universität, DDR-104 Berlin, Hessische Straße 3/4 German Democratic RepublicSearch for more papers by this author Reinhart Heinrich, Reinhart Heinrich Institut für Physiologische und Biologische Chemie, Medizinischer Bereich der Humboldt-Universität, DDR-104 Berlin, Hessische Straße 3/4 German Democratic RepublicSearch for more papers by this authorTom A. Rapoport, Tom A. Rapoport Institut für Physiologische und Biologische Chemie, Medizinischer Bereich der Humboldt-Universität, DDR-104 Berlin, Hessische Straße 3/4 German Democratic RepublicSearch for more papers by this author First published: February 1974 https://doi.org/10.1111/j.1432-1033.1974.tb03318.xCitations: 952 Note Added in Proof. (29.11.1973). Recently we received a paper by Kacser and Burns [Kacser, H. & Burns, J. A. (1973) in Rate Control of Biological Processes (Davies, D. D. ed.) pp. 65–104, Cambridge University Press] which dealt with the same problems. They made similar definitions of control parameters. It seems of particular interest that besides Eqn (48) the following relation holds AboutPDF ToolsRequest permissionExport citationAdd to favoritesTrack citation ShareShare Give accessShare full text accessShare full-text accessPlease review our Terms and Conditions of Use and check box below to share full-text version of article.I have read and accept the Wiley Online Library Terms and Conditions of UseShareable LinkUse the link below to share a full-text version of this article with your friends and colleagues. Learn more.Copy URL Abstract A theoretical analysis of linear enzymatic chains is presented. By linear approximation simple analytical solutions can be obtained for the metabolite concentrations and the flux through the chain for steady-state conditions. The equations are greatly simplified if the common kinetic constants are expressed as functions of two parameters, i.e. the thermodynamic equilibrium constant and the “characteristic time”. Three cardinal terms are proposed for the quantitative description of enzyme systems. The first two are the control strength and the control matrix; these indicate the dependence of the flux and the metabolite concentrations, respectively, on the kinetic properties of a given enzyme. The third is the effector strength, which defines the dependence of the velocity of an enzyme on the concentration of an effector; it expresses the importance of an effector. By linear approximation simple analytical expressions were derived for the control strength, the control matrix and the mass-action ratios. The effector strength was calculated for two cases: for a competitive inhibitor and for allosteric effectors according to the Monod (1965) model. The influence of an effector on the concentrations of the metabolites was considered. REFERENCES 1 Garfinkel, D., Garfinkel, L., Pring, M., Green, S. B. & Chance, B. (1970) Ann. Rev. Biochem. 39, 473– 498. 2 London, W. P. (1966) J. Biol. Chem. 241, 3008– 3022. 3 Reich, J. G., Till, U., Günther, J. Zahn, D., Tschisgal, M. & Frunder, H. (1968) Eur. J. Biochem. 6, 384– 394. 4 Reich, J. G. (1968) Eur. J. Biochem. 6, 395– 403. 5 Vergonet, G. & Berendsen, H. J. C. (1970) J. Theor. Biol. 28, 155– 173. 6 Higgins, J. (1965) in Control of Energy Metabolism ( B. Chance, R. W. Estabrook & J. R. Williamson, eds) pp. 13– 46, Academic Press, New York , London . 7 Selkov, E. E. (1968) Eur. J. Biochem. 4, 79– 86. 8 Higgins, J. (1967) Ind. Ing. Chem. 59, 19– 62. 9 Rapoport, T. A., Heinrich, R., Jacobasch, G. & Rapoport, S. (1974) Eur. J. Biochem. 42, 107– 120. 10 Monod, J., Wyman, J. & Changeux, J. P. (1965) J. Mol. Biol. 12, 88– 118. 11 Krietsch, W. K. G. & Bücher, T. (1970) Eur. J. Biochem. 17, 568– 580. 12 Jacobasch, G., Minakami, S. & Rapoport, S. in Cellular and Molecular Biology of Erythrocytes, University of Tokyo Press, in press. 13 Minakami, S. & Yoshikawa, H. (1966) J. Biochem. (Tokyo) 59, 139– 144. 14 Blangy, D., Buc, H. & Monod, J. (1968) J. Mol. Biol. 31, 13– 33. 15 Jacobasch, G., Kühn, B., Gerth, C. & Rapoport, S. (1972) in Struktur und Funktion der Erythrozyten. VI. Internationales Symposium ( S. Rapoport & F. Jung, eds) pp. 297– 305, Akademic Verlag, Berlin . 16 Heinrich, R. & Rapoport, T. A. (1974) Eur. J. Biochem. 42, 97– 105. 17 Chance, B., Holmes, W. F., Higgins, J. & Conelly, C. M. (1968) Nature (Lond.) 182, 1190– 1193. 18 Holmes, W. F. (1959) Trans. Faraday Soc. 55, 1122– 1126. Citing Literature Volume42, Issue1February 1974Pages 89-95 ReferencesRelatedInformation

How is the characteristic shape of a membrane bound organelle achieved? We have used an in vitro system to address the mechanism by which the tubular network of the endoplasmic reticulum (ER) is generated and maintained. Based on the inhibitory effect of sulfhydryl reagents and antibodies, network formation in vitro requires the integral membrane protein Rtn4a/NogoA, a member of the ubiquitous reticulon family. Both in yeast and mammalian cells, the reticulons are largely restricted to the tubular ER and are excluded from the continuous sheets of the nuclear envelope and peripheral ER. Upon overexpression, the reticulons form tubular membrane structures. The reticulons interact with DP1/Yop1p, a conserved integral membrane protein that also localizes to the tubular ER. These proteins share an unusual hairpin topology in the membrane. The simultaneous absence of the reticulons and Yop1p in S. cerevisiae results in disrupted tubular ER. We propose that these "morphogenic" proteins partition into and stabilize highly curved ER membrane tubules.

Many misfolded endoplasmic reticulum (ER) proteins are eliminated by ERAD, a process in which substrates are polyubiquitylated and moved into the cytosol for proteasomal degradation. We have identified in S. cerevisiae distinct ubiquitin-ligase complexes that define different ERAD pathways. Proteins with misfolded ER-luminal domains use the ERAD-L pathway, in which the Hrd1p/Hrd3p ligase forms a near stoichiometric membrane core complex by binding to Der1p via the linker protein Usa1p. This core complex associates through Hrd3p with Yos9p, a substrate recognition protein in the ER lumen. Substrates with misfolded intramembrane domains define a pathway (ERAD-M) that differs from ERAD-L by being independent of Usa1p and Der1p. Membrane proteins with misfolded cytosolic domains use the ERAD-C pathway and are directly targeted to the Doa10p ubiquitin ligase. All three pathways converge at the Cdc48p ATPase complex. These results lead to a unifying concept for ERAD that may also apply to mammalian cells.

We have reproduced the process of protein transport across and of protein integration into the mammalian endoplasmic reticulum membrane by the use of proteoliposomes reconstituted from pure phospholipids and purified membrane proteins. The transport of some proteins requires only two membrane protein complexes: the signal recognition particle receptor, needed for targeting of a nascent chain to the membrane, and a novel complex, the Sec61p complex, that consists of Sec61p and two smaller polypeptides. The translocation of other proteins also needs the presence of the translocating chain-association membrane (TRAM) protein. The integration of two membrane proteins of different topologies into the membrane does not require additional components. These results indicate a surprising simplicity of the basic translocation machinery. They suggest that the Sec61p complex binds the ribosome during translocation and forms the postulated protein-conducting channel.

We have developed a rule to predict the orientation of the first internal signal-anchor sequence in eukaryotic transmembrane proteins synthesized on the rough endoplasmic reticulum. The difference in the charges of the 15 residues flanking the first internal signal-anchor determines its orientation, with the more positive portion facing the cytosol. In proteins that span the membrane more than once, the orientation of all subsequent transmembrane segments would be determined by that of the most N-terminal one.

The cargo that the molecular motor kinesin moves along microtubules has been elusive. We searched for binding partners of the COOH terminus of kinesin light chain, which contains tetratricopeptide repeat (TPR) motifs. Three proteins were found, the c-jun NH2-terminal kinase (JNK)–interacting proteins (JIPs) JIP-1, JIP-2, and JIP-3, which are scaffolding proteins for the JNK signaling pathway. Concentration of JIPs in nerve terminals requires kinesin, as evident from the analysis of JIP COOH-terminal mutants and dominant negative kinesin constructs. Coprecipitation experiments suggest that kinesin carries the JIP scaffolds preloaded with cytoplasmic (dual leucine zipper–bearing kinase) and transmembrane signaling molecules (the Reelin receptor, ApoER2). These results demonstrate a direct interaction between conventional kinesin and a cargo, indicate that motor proteins are linked to their membranous cargo via scaffolding proteins, and support a role for motor proteins in spatial regulation of signal transduction pathways.