PD-1 plus CTLA-4 blockade is highly effective in advanced-stage, mismatch repair (MMR)-deficient (dMMR) colorectal cancers, yet not in MMR-proficient (pMMR) tumors. We postulated a higher efficacy of neoadjuvant immunotherapy in early-stage colon cancers. In the exploratory NICHE study (ClinicalTrials.gov: NCT03026140 ), patients with dMMR or pMMR tumors received a single dose of ipilimumab and two doses of nivolumab before surgery, the pMMR group with or without celecoxib. The primary objective was safety and feasibility; 40 patients with 21 dMMR and 20 pMMR tumors were treated, and 3 patients received nivolumab monotherapy in the safety run-in. Treatment was well tolerated and all patients underwent radical resections without delays, meeting the primary endpoint. Of the patients who received ipilimumab + nivolumab (20 dMMR and 15 pMMR tumors), 35 were evaluable for efficacy and translational endpoints. Pathological response was observed in 20/20 (100%; 95% exact confidence interval (CI): 86–100%) dMMR tumors, with 19 major pathological responses (MPRs, ≤10% residual viable tumor) and 12 pathological complete responses. In pMMR tumors, 4/15 (27%; 95% exact CI: 8–55%) showed pathological responses, with 3 MPRs and 1 partial response. CD8+PD-1+ T cell infiltration was predictive of response in pMMR tumors. These data indicate that neoadjuvant immunotherapy may have the potential to become the standard of care for a defined group of colon cancer patients when validated in larger studies with at least 3 years of disease-free survival data. Results from the NICHE study show remarkable pathological responses to neoadjuvant combination immunotherapy in patients with early-stage colon cancer and uncover potential biomarkers of response.

Cancer immunotherapies have shown substantial clinical activity for a subset of patients with epithelial cancers. Still, technological platforms to study cancer T-cell interactions for individual patients and understand determinants of responsiveness are presently lacking. Here, we establish and validate a platform to induce and analyze tumor-specific T cell responses to epithelial cancers in a personalized manner. We demonstrate that co-cultures of autologous tumor organoids and peripheral blood lymphocytes can be used to enrich tumor-reactive T cells from peripheral blood of patients with mismatch repair-deficient colorectal cancer and non-small-cell lung cancer. Furthermore, we demonstrate that these T cells can be used to assess the efficiency of killing of matched tumor organoids. This platform provides an unbiased strategy for the isolation of tumor-reactive T cells and provides a means by which to assess the sensitivity of tumor cells to T cell-mediated attack at the level of the individual patient.

Resource14 January 2019Open Access Transparent process Long-term expanding human airway organoids for disease modeling Norman Sachs Norman Sachs Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Angelos Papaspyropoulos Angelos Papaspyropoulos Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Domenique D Zomer-van Ommen Domenique D Zomer-van Ommen Wilhelmina Children's Hospital and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Inha Heo Inha Heo Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Lena Böttinger Lena Böttinger Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Dymph Klay Dymph Klay St. Antonius Hospital Nieuwegein, Nieuwegein, The Netherlands Search for more papers by this author Fleur Weeber Fleur Weeber The Netherlands Cancer Institute, Amsterdam, The Netherlands Search for more papers by this author Guizela Huelsz-Prince Guizela Huelsz-Prince FOM Institute AMOLF, Amsterdam, The Netherlands Search for more papers by this author Nino Iakobachvili Nino Iakobachvili Maastricht University, Maastricht, The Netherlands Search for more papers by this author Gimano D Amatngalim Gimano D Amatngalim Wilhelmina Children's Hospital and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Joep de Ligt Joep de Ligt orcid.org/0000-0002-0348-419X UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Arne van Hoeck Arne van Hoeck orcid.org/0000-0002-6570-1452 UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Natalie Proost Natalie Proost Mouse Clinic for Cancer and Aging (MCCA) Preclinical Intervention Unit, The Netherlands Cancer Institute, Amsterdam, The Netherlands Search for more papers by this author Marco C Viveen Marco C Viveen UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Anna Lyubimova Anna Lyubimova Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Luc Teeven Luc Teeven Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Sepideh Derakhshan Sepideh Derakhshan Wilhelmina Children's Hospital and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Jeroen Korving Jeroen Korving Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Harry Begthel Harry Begthel Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Johanna F Dekkers Johanna F Dekkers Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Kuldeep Kumawat Kuldeep Kumawat Wilhelmina Children's Hospital and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Emilio Ramos Emilio Ramos Hubrecht Organoid Technology, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Matthijs FM van Oosterhout Matthijs FM van Oosterhout St. Antonius Hospital Nieuwegein, Nieuwegein, The Netherlands Search for more papers by this author G Johan Offerhaus G Johan Offerhaus UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Dominique J Wiener Dominique J Wiener Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Eduardo P Olimpio Eduardo P Olimpio FOM Institute AMOLF, Amsterdam, The Netherlands Search for more papers by this author Krijn K Dijkstra Krijn K Dijkstra The Netherlands Cancer Institute, Amsterdam, The Netherlands Search for more papers by this author Egbert F Smit Egbert F Smit The Netherlands Cancer Institute, Amsterdam, The Netherlands Search for more papers by this author Maarten van der Linden Maarten van der Linden Wilhelmina Children's Hospital and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Sridevi Jaksani Sridevi Jaksani Hubrecht Organoid Technology, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Marieke van de Ven Marieke van de Ven Mouse Clinic for Cancer and Aging (MCCA) Preclinical Intervention Unit, The Netherlands Cancer Institute, Amsterdam, The Netherlands Search for more papers by this author Jos Jonkers Jos Jonkers orcid.org/0000-0002-9264-9792 Mouse Clinic for Cancer and Aging (MCCA) Preclinical Intervention Unit, The Netherlands Cancer Institute, Amsterdam, The Netherlands Search for more papers by this author Anne C Rios Anne C Rios Princess Máxima Center for Pediatric Oncology, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Emile E Voest Emile E Voest The Netherlands Cancer Institute, Amsterdam, The Netherlands Search for more papers by this author Coline HM van Moorsel Coline HM van Moorsel St. Antonius Hospital Nieuwegein, Nieuwegein, The Netherlands Search for more papers by this author Cornelis K van der Ent Cornelis K van der Ent Wilhelmina Children's Hospital and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Edwin Cuppen Edwin Cuppen orcid.org/0000-0002-0400-9542 UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Alexander van Oudenaarden Alexander van Oudenaarden Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Frank E Coenjaerts Frank E Coenjaerts UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Linde Meyaard Linde Meyaard Wilhelmina Children's Hospital and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Louis J Bont Louis J Bont Wilhelmina Children's Hospital and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Peter J Peters Peter J Peters Maastricht University, Maastricht, The Netherlands Search for more papers by this author Sander J Tans Sander J Tans FOM Institute AMOLF, Amsterdam, The Netherlands Search for more papers by this author Jeroen S van Zon Jeroen S van Zon FOM Institute AMOLF, Amsterdam, The Netherlands Search for more papers by this author Sylvia F Boj Sylvia F Boj Hubrecht Organoid Technology, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Robert G Vries Robert G Vries Hubrecht Organoid Technology, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Jeffrey M Beekman Jeffrey M Beekman Wilhelmina Children's Hospital and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Hans Clevers Corresponding Author Hans Clevers [email protected] orcid.org/0000-0002-3077-5582 Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Princess Máxima Center for Pediatric Oncology, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Norman Sachs Norman Sachs Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Angelos Papaspyropoulos Angelos Papaspyropoulos Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Domenique D Zomer-van Ommen Domenique D Zomer-van Ommen Wilhelmina Children's Hospital and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Inha Heo Inha Heo Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Lena Böttinger Lena Böttinger Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Dymph Klay Dymph Klay St. Antonius Hospital Nieuwegein, Nieuwegein, The Netherlands Search for more papers by this author Fleur Weeber Fleur Weeber The Netherlands Cancer Institute, Amsterdam, The Netherlands Search for more papers by this author Guizela Huelsz-Prince Guizela Huelsz-Prince FOM Institute AMOLF, Amsterdam, The Netherlands Search for more papers by this author Nino Iakobachvili Nino Iakobachvili Maastricht University, Maastricht, The Netherlands Search for more papers by this author Gimano D Amatngalim Gimano D Amatngalim Wilhelmina Children's Hospital and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Joep de Ligt Joep de Ligt orcid.org/0000-0002-0348-419X UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Arne van Hoeck Arne van Hoeck orcid.org/0000-0002-6570-1452 UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Natalie Proost Natalie Proost Mouse Clinic for Cancer and Aging (MCCA) Preclinical Intervention Unit, The Netherlands Cancer Institute, Amsterdam, The Netherlands Search for more papers by this author Marco C Viveen Marco C Viveen UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Anna Lyubimova Anna Lyubimova Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Luc Teeven Luc Teeven Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Sepideh Derakhshan Sepideh Derakhshan Wilhelmina Children's Hospital and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Jeroen Korving Jeroen Korving Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Harry Begthel Harry Begthel Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Johanna F Dekkers Johanna F Dekkers Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Kuldeep Kumawat Kuldeep Kumawat Wilhelmina Children's Hospital and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Emilio Ramos Emilio Ramos Hubrecht Organoid Technology, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Matthijs FM van Oosterhout Matthijs FM van Oosterhout St. Antonius Hospital Nieuwegein, Nieuwegein, The Netherlands Search for more papers by this author G Johan Offerhaus G Johan Offerhaus UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Dominique J Wiener Dominique J Wiener Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Eduardo P Olimpio Eduardo P Olimpio FOM Institute AMOLF, Amsterdam, The Netherlands Search for more papers by this author Krijn K Dijkstra Krijn K Dijkstra The Netherlands Cancer Institute, Amsterdam, The Netherlands Search for more papers by this author Egbert F Smit Egbert F Smit The Netherlands Cancer Institute, Amsterdam, The Netherlands Search for more papers by this author Maarten van der Linden Maarten van der Linden Wilhelmina Children's Hospital and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Sridevi Jaksani Sridevi Jaksani Hubrecht Organoid Technology, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Marieke van de Ven Marieke van de Ven Mouse Clinic for Cancer and Aging (MCCA) Preclinical Intervention Unit, The Netherlands Cancer Institute, Amsterdam, The Netherlands Search for more papers by this author Jos Jonkers Jos Jonkers orcid.org/0000-0002-9264-9792 Mouse Clinic for Cancer and Aging (MCCA) Preclinical Intervention Unit, The Netherlands Cancer Institute, Amsterdam, The Netherlands Search for more papers by this author Anne C Rios Anne C Rios Princess Máxima Center for Pediatric Oncology, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Emile E Voest Emile E Voest The Netherlands Cancer Institute, Amsterdam, The Netherlands Search for more papers by this author Coline HM van Moorsel Coline HM van Moorsel St. Antonius Hospital Nieuwegein, Nieuwegein, The Netherlands Search for more papers by this author Cornelis K van der Ent Cornelis K van der Ent Wilhelmina Children's Hospital and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Edwin Cuppen Edwin Cuppen orcid.org/0000-0002-0400-9542 UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Alexander van Oudenaarden Alexander van Oudenaarden Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Frank E Coenjaerts Frank E Coenjaerts UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Linde Meyaard Linde Meyaard Wilhelmina Children's Hospital and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Louis J Bont Louis J Bont Wilhelmina Children's Hospital and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Peter J Peters Peter J Peters Maastricht University, Maastricht, The Netherlands Search for more papers by this author Sander J Tans Sander J Tans FOM Institute AMOLF, Amsterdam, The Netherlands Search for more papers by this author Jeroen S van Zon Jeroen S van Zon FOM Institute AMOLF, Amsterdam, The Netherlands Search for more papers by this author Sylvia F Boj Sylvia F Boj Hubrecht Organoid Technology, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Robert G Vries Robert G Vries Hubrecht Organoid Technology, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Jeffrey M Beekman Jeffrey M Beekman Wilhelmina Children's Hospital and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Hans Clevers Corresponding Author Hans Clevers [email protected] orcid.org/0000-0002-3077-5582 Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands Princess Máxima Center for Pediatric Oncology, Utrecht, The Netherlands Search for more papers by this author Author Information Norman Sachs1, Angelos Papaspyropoulos1, Domenique D Zomer-van Ommen2, Inha Heo1, Lena Böttinger1, Dymph Klay3, Fleur Weeber4, Guizela Huelsz-Prince5, Nino Iakobachvili6, Gimano D Amatngalim2, Joep Ligt7, Arne Hoeck7, Natalie Proost8, Marco C Viveen7, Anna Lyubimova1, Luc Teeven1, Sepideh Derakhshan2, Jeroen Korving1, Harry Begthel1, Johanna F Dekkers1, Kuldeep Kumawat2, Emilio Ramos9, Matthijs FM Oosterhout3, G Johan Offerhaus7, Dominique J Wiener1, Eduardo P Olimpio5, Krijn K Dijkstra4, Egbert F Smit4, Maarten Linden2, Sridevi Jaksani9, Marieke Ven8, Jos Jonkers8, Anne C Rios10, Emile E Voest4, Coline HM Moorsel3, Cornelis K Ent2, Edwin Cuppen7, Alexander Oudenaarden1, Frank E Coenjaerts7, Linde Meyaard2, Louis J Bont2, Peter J Peters6, Sander J Tans5, Jeroen S Zon5, Sylvia F Boj9, Robert G Vries9, Jeffrey M Beekman2 and Hans Clevers *,1,10 1Oncode Institute, Hubrecht Institute-KNAW and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands 2Wilhelmina Children's Hospital and UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands 3St. Antonius Hospital Nieuwegein, Nieuwegein, The Netherlands 4The Netherlands Cancer Institute, Amsterdam, The Netherlands 5FOM Institute AMOLF, Amsterdam, The Netherlands 6Maastricht University, Maastricht, The Netherlands 7UMC Utrecht, Utrecht, The Netherlands 8Mouse Clinic for Cancer and Aging (MCCA) Preclinical Intervention Unit, The Netherlands Cancer Institute, Amsterdam, The Netherlands 9Hubrecht Organoid Technology, Utrecht, The Netherlands 10Princess Máxima Center for Pediatric Oncology, Utrecht, The Netherlands *Corresponding author. Tel: +31 30 2121800; E-mail: [email protected] The EMBO Journal (2019)38:e100300https://doi.org/10.15252/embj.2018100300 See also: M Paschini & CF Kim (February 2019) PDFDownload PDF of article text and main figures. Peer ReviewDownload a summary of the editorial decision process including editorial decision letters, reviewer comments and author responses to feedback. ToolsAdd to favoritesDownload CitationsTrack CitationsPermissions ShareFacebookTwitterLinked InMendeleyWechatReddit Figures & Info Abstract Organoids are self-organizing 3D structures grown from stem cells that recapitulate essential aspects of organ structure and function. Here, we describe a method to establish long-term-expanding human airway organoids from broncho-alveolar resections or lavage material. The pseudostratified airway organoids consist of basal cells, functional multi-ciliated cells, mucus-producing secretory cells, and CC10-secreting club cells. Airway organoids derived from cystic fibrosis (CF) patients allow assessment of CFTR function in an organoid swelling assay. Organoids established from lung cancer resections and metastasis biopsies retain tumor histopathology as well as cancer gene mutations and are amenable to drug screening. Respiratory syncytial virus (RSV) infection recapitulates central disease features, dramatically increases organoid cell motility via the non-structural viral NS2 protein, and preferentially recruits neutrophils upon co-culturing. We conclude that human airway organoids represent versatile models for the in vitro study of hereditary, malignant, and infectious pulmonary disease. Synopsis To date, persistent in vitro culture of adult human lung epithelium remains elusive. In this methods resource article, culture conditions to maintain three-dimensional pulmonary tissue long-term are reported and applied to recapitulate related diseases. Culture conditions for long-term expansion of healthy, hereditary disease and malignant human airway epithelial organoids. Airway organoids are amenable for medium-throughput drug screening. Airway organoids readily allow modeling of viral infection. Introduction To date, several approaches have been explored to generate mammalian airway organoids (Barkauskas et al, 2017). In 1993, Puchelle and colleagues described the first self-organizing 3D structures of adult human airway epithelium in collagen (Benali et al, 1993). A first description of the generation of lung organoids from human iPS (induced pluripotent stem) cells was given by Rossant and colleagues and included the use of CFTR-mutant iPS cells as a proof of concept for modeling CF (Wong et al, 2012). Snoeck and colleagues designed an improved four-stage protocol (Huang et al, 2014) and later generated lung bud organoids from human pluripotent stem cells that recapitulate fetal lung development (Chen et al, 2017). Spence and colleagues (Dye et al, 2015) followed a modified trajectory to generate mature lung organoids, containing basal, ciliated, and club cells. These cultures were stable for up to several months and resembled proximal airways. Konishi et al (2016) improved on the iPS cell-derived generation of multi-ciliated airway cells in 3D, and McCauley et al (2017) generated CF patient iPS cell-derived airway organoids for disease modeling. Hogan and colleagues reported the first adult stem cell-based murine bronchiolar lung organoid culture protocol, involving Matrigel supplemented with EGF (Rock et al, 2009). Single basal cells isolated from the trachea grew into tracheospheres consisting of a pseudostratified epithelium with basal and ciliated luminal cells. These organoids could be passaged at least twice. No mature club, neuroendocrine, or mucus-producing cells were observed (Rock et al, 2009). In a later study, this clonal 3D organoid assay was used to demonstrate that IL-6 treatment resulted in the formation of ciliated cells at the expense of secretory and basal cells (Tadokoro et al, 2014). Tschumperlin and colleagues combined human adult primary bronchial epithelial cells, lung fibroblasts, and lung microvascular endothelial cells in 3D to generate airway organoids (Tan et al, 2017). Under these conditions, randomly seeded mixed cell populations underwent rapid condensation to self-organize into discrete epithelial and endothelial structures that were stable up to 4 weeks of culture (Tan et al, 2017). Hild and Jaffe have described a protocol for the culture of bronchospheres from primary human airway basal cells. Mature bronchospheres are composed of functional multi-ciliated cells, mucin-producing secretory cells, and airway basal cells (Hild & Jaffe, 2016). Mou et al (2016) expanded basal cells of mouse and human airway epithelium in 2D that allowed subsequent differentiation under air–liquid interphase conditions. And finally, Nikolic et al (2017) designed conditions to expand human fetal lung epithelium as self-renewing organoids. Since none of these approaches allows long-term expansion of pseudostratified airway epithelium from adult human individuals in vitro, we set out to establish such culture conditions and model a variety of pulmonary diseases. Results Generation and characterization of human airway organoids We collected macroscopically inconspicuous lung tissue from non-small-cell lung cancer (NSCLC) patients undergoing medically indicated surgery and isolated epithelial cells through mechanical and enzymatic tissue disruption (see Materials and Methods). Following our experience with generating organoids from other adult human tissues (Sato et al, 2011; Karthaus et al, 2014; Boj et al, 2015; Huch et al, 2015; van de Wetering et al, 2015) and recent developments in the field (Mou et al, 2016; Tadokoro et al, 2016; Balasooriya et al, 2017), we embedded isolated cells in basement membrane extract (BME) and activated/blocked signaling pathways important for airway epithelium (Table EV1). Under optimized conditions, 3D organoids formed within several days (94% success rate, n = 18). The organoids were composed of a polarized, pseudostratified airway epithelium containing basal, secretory, and multi-ciliated cells (Fig 1A and B, Appendix Fig S1A, Movie EV1) and were termed airway organoids (AOs). Cells that stained for basal cell marker keratin-5 (KRT5), club cell marker secretoglobin family 1A member 1 (SCGB1A1), cilia marker acetylated α-tubulin, or secretory cell marker mucin 5AC (MUC5AC) localized to their corresponding in vivo positions (Fig 1C, Appendix Fig S1B). Secretory cells as well as cilia were functional as evidenced by time-lapse microscopy showing beating cilia and whirling mucus (Movies EV2 and EV3). Figure 1. Characterization of airway organoids Transmission electron micrograph of an AO cross section showing the polarized, pseudostratified epithelium containing basal, secretory, brush, and multi-ciliated cells. Details display apical microvilli and cilia with their characteristic microtubule structure. Scale bars equal 10 μm, 2 μm, and 500 nm. See also Appendix Fig S1A and Movies EV1–EV3. Scanning electron micrograph of a partially opened AO visualizing its 3D architecture, as well as basal and apical ultrastructure. Details display apical surfaces of secretory and multi-ciliated cells. Scale bars equal 50 μm (overview) and 2 μm (details). Immunofluorescent sections of AOs showing markers for basal cells (KRT5), cilia (acetylated α-tubulin), secretory cells (MUC5AC), and club cells (SCGB1A1). KRT5 is present exclusively in basally localized cells, while cilia, MUC5AC, and SCGB1A1 localize luminally. Counterstained is the actin cytoskeleton (red). Scale bar equals 10 μm. See Appendix Fig S1B for IHC images. Luminescent cell viability assay comparing proliferative capacity of two independently generated AO lines at early, mid-, and late passage numbers. Per group, 3,000 cells were seeded and their expansion was measured at the indicated time points. Error bars represent standard deviations of technical triplicates. Quantification of cell types in AO lines at early and late passage (P5 vs. P19) as determined by immunofluorescence using the indicated markers. The number of basal cells, club cells, ciliated cells, and secretory cells does not differ significantly between early and late passage AOs. Data shown are representatives of at least three independent experiments. Error bars indicate s.e.m. Download figure Download PowerPoint Airway organoids were passaged by mechanical disruption at 1:2 to 1:4 ratios every other week for > 1 year, proliferating at comparable rates regardless of passage number (Fig 1D) while retaining similar frequencies of basal, club, multi-ciliated, and secretory cells (Fig 1E, Appendix Fig S1C). Comparative RNA sequencing of early and late passage AOs confirmed these findings with dozens of airway cell type-specific genes retaining their respective expression patterns (Appendix Fig S1D and E, Table EV2). The airway epithelial composition of 10 independently established AO lines was validated by quantitative PCR (qPCR): While expressing the general lung marker NKX2-1 and several airway-specific markers, AOs expressed virtually no HOXA5 [a bona fide lung mesenchyme gene (Hrycaj et al, 2015)] or alveolar transcripts (Appendix Fig S2A). While AO transcriptomes were strongly enriched for bulk lung and small airway epithelial signature (Appendix Fig S2B) as shown by gene set enrichment analysis (GSEA), cell type-specific signatures were limited to basal, club, and ciliated cells (Appendix Fig S2C, Table EV3). Accordingly, hallmark lung genes encoding for keratins, secretoglobins, dyneins, and others were consistently among the highest AO enriched genes (Appendix Fig S2D). Elevated levels of WNT3A transcripts explained why AOs—in contrast to intestinal organoids (Sato et al, 2011)—did not require the addition of exogenous WNT3A to the culture media. Manipulation of WNT signaling resulted in dramatic changes in the expression of WNT target genes (Appendix Fig S2E). Withdrawal of the Wnt amplifier R-spondin terminated AO expansion after 3–4 passages (Appendix Fig S2E), similar to withdrawal of fibroblast growth factors (Appendix Fig S2F). Taken together, our culture conditions allow long-term expansion of AOs while retaining major characteristics of the in vivo epithelium. Airway organoids from patients with cystic fibrosis recapitulate central disease features and swell upon modulation of CFTR as well as activation of TMEM16A Rectal organoids are being successfully used as functional model for cystic fibrosis (CF; Noordhoek et al, 2016), a multi-organ disease with extensive phenotypic variability caused by mutations in the CF transmembrane conductance regulator gene (CFTR; Ratjen et al, 2015). Following opening of the CFTR channel by cAMP-inducing agents (e.g., forskolin), anions and fluid are transported to the organoid lumen resulting in rapid organoid swelling (Dekkers et al, 2013), allowing personalized in vitro drug screenings (Dekkers et al, 2016). The current gold standard for modeling the primarily affected CF lung epithelium is air–liquid interface (ALI) culture of human bronchial epithelial cells, a system with limited cell expansion and lengthy differentiation protocols (Fulcher et al, 2005). While iPS cell-derived AOs have been used for functional assessment of CFTR, their generation is also considerably long (McCauley et al, 2017). To assess adult stem cell AOs for CF disease modeling, we applied forskolin and observed a dose-dependent swelling response that was largely, but not entirely, abrogated upon chemical inhibition of CFTR (Fig 2A, Appendix Fig S3A), indicating the presence of additional ion channels. Indeed, AOs—but not rectal organoids—swell upon addition of Eact (Fig 2B, Appendix Fig S3A), an activator of the chloride channel TMEM16A (Namkung et al, 2011; Sondo et al, 2014). Figure 2. Airway organoids to study cystic fibrosis Box-and-whisker plot showing concentration-dependent forskolin-induced swelling of AOs in the absence and presence of CFTR inhibitors CFTRinh-172 and GlyH101. Upon CFTR inhibition, swelling is noticeably decreased but not absent. Shown are pooled data from three different AO lines used in each of three independent experiments. Whiskers indicate smallest and largest values, boxes indicate 25th to 75th percentile, and horizontal solid line indicates median. AUC, area under the curve. Box-and-whisker plot showing concentration-dependent Eact-induced swelling of AOs, but not rectal organoids (black outlines). Forskolin causes swelling in both organoid types (gray outlines). Shown are pooled data from three different AO and two different rectal organoid lines used in three to four independent experiments. Whiskers indicate smallest and largest values, boxes indicate 25th to 75th percentile, and horizontal solid line indicates median. Swelling was linear for 2 h for AOs, but only 1 h for rectal organoids. See Appendix Fig S3A for respective time course plots. Representative histological sections of periodic acid–Schiff (PAS)-stained organoids from a CF patient with CFTRF508del/F508del mutation. Note the thick layer of PAS-positive polysaccharides apically lining the airway epithelium. Rectal organoids were generated from rectal biopsies; AOs were generated from broncho-alveolar lavages (BALs). Scale bars equal 50 μm. See Appendix Fig S3B for PAS-stained wild-type and CFTRR334W/R334W organoid sections. Box-and-whisker plot showing swelling assays of several CF patient AO lines carrying the indicated CFTR mutations (G542X is a premature stop associated with severe disease and no functional CFTR protein; F508del is the most common CFTR mutation in subjects with CF and severely reduces apical trafficking and function, leading to severe disease (high sweat chloride, high pancreas insufficiency, high pseudomonas infection rate); R334W is a milder CFTR mutation associated as indicated by lower pseudomonas infection rates and pancreas sufficiency with reduced ion channel conductivity, normal apical expression, and some residual function). Forskolin-induced swelling rarely exceeds vehicle control

Tumor organoids from individual patients with metastatic colorectal cancer can help predict response to irinotecan with or without 5-fluorouracil.

The outbreak of severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) has placed unprecedented strain on health-care services worldwide, leading to more than 100 000 deaths worldwide, as of April 15, 2020.1WHOCoronavirus disease (COVID-19) situation report – 84.https://www.who.int/emergencies/diseases/novel-coronavirus-2019Date: April 13, 2020Date accessed: April 14, 2020Google Scholar Most testing for SARS-CoV-2 aims to identify current infection by molecular detection of the SARS-CoV-2 antigen; this involves a RT-PCR of viral RNA in fluid, typically obtained from the nasopharynx or oropharynx.2Beeching NJ Fletcher TE Beadsworth MBJ Covid-19: testing times.BMJ. 2020; 369m1403Crossref PubMed Scopus (127) Google Scholar The global approach to SARS-CoV-2 testing has been non-uniform. In South Korea, testing has been extensive, with emphasis on identifying individuals with respiratory illness, and tracing and testing any contacts. Other countries (eg, Spain) initially limited testing to individuals with severe symptoms or those at high risk of developing them. Here we outline the case for mass testing of both symptomatic and asymptomatic health-care workers (HCWs) to: (1) mitigate workforce depletion by unnecessary quarantine; (2) reduce spread in atypical, mild, or asymptomatic cases; and (3) protect the health-care workforce. Staff shortages in health care are significant amidst the global effort against coronavirus disease 2019 (COVID-19). In the UK, guidance for staffing of intensive care units has changed drastically, permitting specialist critical care nurse-to-patient ratios of 1:6 when supported by non-specialists (normally 1:1) and one critical care consultant per 30 patients (formerly 1:8–1:15).3Dunhill L Intensive care staffing ratios dramatically diluted.https://www.hsj.co.uk/exclusive-intensive-care-staffing-ratios-dramatically-diluted/7027214.articleDate: March 24, 2020Date accessed: April 14, 2020Google Scholar Fears of the impact of this shortage have led to other measures that would, in normal circumstances, be considered extreme: junior doctors' rotations have been temporarily halted during the outbreak; annual leave for staff has been delayed; and doctors undertaking research activities have been redeployed. Workforce depletion will not only affect health care; the Independent Care Group, representing care homes in the UK, has suggested that social care is already "at full stretch",4Gilroy R Already stretched care homes 'must prepare to go beyond' for Covid-19.https://www.nursingtimes.net/news/older-people/already-stretched-care-homes-must-prepare-to-go-beyond-for-covid-19-19-03-2020/Date: March 19, 2020Date accessed: April 14, 2020Google Scholar with providers calling for compulsory testing of social and health workers to maintain staffing. In spite of this, a lack of effective testing has meant that a large number of HCWs are self-isolating (125 000 HCWs, according to one report5Woodcock A Coronavirus: fewer than one in 50 NHS frontline staff forced to stay at home have been tested.https://www.independent.co.uk/news/uk/politics/coronavirus-nhs-staff-tests-stay-at-home-how-many-a9441251.htmlDate: April 1, 2020Date accessed: April 14, 2020Google Scholar). In one small sample, only one in seven self-isolating HCWs were found to have the virus.6The EconomistWhat's gone wrong with covid-19 testing in Britain.https://www.economist.com/britain/2020/04/04/whats-gone-wrong-with-covid-19-testing-in-britainDate: April 4, 2020Date accessed: April 14, 2020Google Scholar A letter to National Health Service (NHS) Trust executives on April 12, 2020, outlined that priority is being given to staff in critical care, emergency departments, and ambulance services to prevent the impact of absenteeism in those areas.7Philip P Marsh S-J Testing of NHS staff and household members.https://www.england.nhs.uk/coronavirus/wp-content/uploads/sites/52/2020/03/C0295-Testing-of-NHS-staff-and-household-members-letter-12-April-2020.pdfDate: April 12, 2020Date accessed: April 14, 2020Google Scholar Increased testing capacity will enable all staff who are self-isolating unnecessarily to bolster a depleted workforce. Asymptomatic HCWs are an underappreciated potential source of infection and worthy of testing. The number of asymptomatic cases of COVID-19 is significant. In a study of COVID-19 symptomatic and asymptomatic infection on the Diamond Princess cruise ship, 328 of the 634 positive cases (51·7%) were asymptomatic at the time of testing.8Mizumoto K Kagaya K Zarebski A Chowell G Estimating the asymptomatic proportion of coronavirus disease 2019 (COVID-19) cases on board the Diamond Princess cruise ship, Yokohama, Japan, 2020.Euro Surveill. 2020; 25 (pii=2000180.)Crossref PubMed Scopus (1572) Google Scholar Estimated asymptomatic carriage was 17·9%.8Mizumoto K Kagaya K Zarebski A Chowell G Estimating the asymptomatic proportion of coronavirus disease 2019 (COVID-19) cases on board the Diamond Princess cruise ship, Yokohama, Japan, 2020.Euro Surveill. 2020; 25 (pii=2000180.)Crossref PubMed Scopus (1572) Google Scholar Among 215 obstetric cases in New York City, 29 (87·9%) of 33 positive cases were asymptomatic,9Sutton D Fuchs K D'Alton M Goffman D Universal screening for SARS-CoV-2 in women admitted for delivery.N Engl J Med. 2020; (published online April 13.)DOI:10.1056/NEJMc2009316Crossref PubMed Scopus (771) Google Scholar whereas China's National Health Commission10Day M Covid-19: four fifths of cases are asymptomatic, China figures indicate.BMJ. 2020; 369m1375Crossref PubMed Scopus (393) Google Scholar recorded on April 1, 2020, that 130 (78%) of 166 positive cases were asymptomatic. Moreover, transmission before the onset of symptoms has been reported11Bai Y Yao L Wei T et al.Presumed asymptomatic carrier transmission of COVID-19.JAMA. 2020; 323: 1406-1407Crossref PubMed Scopus (3069) Google Scholar, 12Rothe C Schunk M Sothmann P et al.Transmission of 2019-nCOV infection from an asymptomatic contact in Germany.N Engl J Med. 2020; 382: 970-971Crossref PubMed Scopus (2812) Google Scholar, 13Tong Z-D Tang A Li K-F et al.Potential presymptomatic transmission of SARS-CoV-2, Zhejiang Province, China, 2020.Emerg Infect Dis. 2020; (published online May 17.)DOI:10.3201/eid2605.200198Crossref Scopus (343) Google Scholar, 14Ye F Xu S Rong Z et al.Delivery of infection from asymptomatic carriers of COVID-19 in a familial cluster.Int J Infect Dis. 2020; (published online April 2.)DOI:10.1016/j.ijid.2020.03.042Summary Full Text Full Text PDF Scopus (162) Google Scholar and might have contributed to spread among residents of a nursing facility in Washington, USA.15Kimball A Hatfield KM Arons M et al.Asymptomatic and presymptomatic SARS-CoV-2 infections in residents of a long-term care skilled nursing facility—King County, Washington, March 2020.MMWR. 2020; 69: 377-381Crossref PubMed Google Scholar Furthermore, evidence from modelled COVID-19 infectiousness profiles suggests that 44% of secondary cases were infected during the presymptomatic phase of illnesses from index cases,16He X Lau EHY Wu P et al.Temporal dynamics in viral shedding and transmissibility of COVID-19.Nat Med. 2020; (published online April 15.)DOI:10.1038/s41591-020-0869-5Crossref Scopus (2883) Google Scholar whereas a study of COVID-19 cases in a homeless shelter in Boston, MA, USA, implies that individual COVID-19 symptoms might be uncommon and proposed universal testing irrespective of symptomatic burden.17Baggett TP Keyes H Sporn N Gaeta JM COVID-19 outbreak at a large homeless shelter in Boston: implications for universal testing.MedRxiv. 2020; (published online April 15.) (preprint).DOI: 10.1101/2020.04.12.20059618Google Scholar Substantial asymptomatic transmission might also mean that current estimates of the basic reproduction number, R0, for COVID-19 are inaccurate.18Aguilar JB Faust JS Westafer LM Gutierrez JB Investigating the impact of asymptomatic carriers on COVID-19 transmission.medRxiv. 2020; (published online March 31.) (preprint).DOI: 10.1101/2020.03.18.20037994PubMed Google Scholar HCW testing could reduce in-hospital transmission. In a retrospective, single-centre study in Wuhan, 41% of 138 patients were thought to have acquired infection in hospital.19Wang D Hu B Chang H et al.Clinical characteristics of 138 hospitalized patients with 2019 novel coronavirus-infected pneumonia in Wuhan, China.JAMA. 2020; 323: 1061-1069Crossref PubMed Scopus (16201) Google Scholar At the Royal Gwent Hospital in Newport, Wales, approximately half of the emergency room workforce have tested positive.20BBCCoronavirus: 'half of A&E team' test positive.https://www.bbc.co.uk/news/uk-wales-52263285Date: April 12, 2020Date accessed: April 14, 2020Google Scholar Blanket testing near Venice, Italy, helped to identify asymptomatic cases and might have helped eliminate SARS-CoV-2 in a village.21Day M Covid-19: identifying and isolating asymptomatic people helped eliminate virus in Italian village.BMJ. 2020; 368m1165Crossref PubMed Scopus (305) Google Scholar Moreover, asymptomatic and presymptomatic HCWs continue to commute to places of work where personal protective equipment (PPE) might be suboptimal. This disease spread could, in turn, propagate out of hospitals: during a period of lockdown asymptomatic COVID-19 carriage among hospital staff could conceivably act as a potent source of ongoing transmission. Protecting the health of HCWs is paramount when staffing is limited. As well as by the provision of adequate PPE, the wellbeing of HCWs can be promoted by ensuring that infected colleagues are promptly tested and isolated. The scale of this problem is not yet fully understood, nor is the full potential for asymptomatic and presymptomatic HCWs to transmit infection to patients who do not have COVID-19, other HCWs, or the public. However, given that asymptomatic transmission has been documented, utmost caution is urged.11Bai Y Yao L Wei T et al.Presumed asymptomatic carrier transmission of COVID-19.JAMA. 2020; 323: 1406-1407Crossref PubMed Scopus (3069) Google Scholar, 12Rothe C Schunk M Sothmann P et al.Transmission of 2019-nCOV infection from an asymptomatic contact in Germany.N Engl J Med. 2020; 382: 970-971Crossref PubMed Scopus (2812) Google Scholar, 13Tong Z-D Tang A Li K-F et al.Potential presymptomatic transmission of SARS-CoV-2, Zhejiang Province, China, 2020.Emerg Infect Dis. 2020; (published online May 17.)DOI:10.3201/eid2605.200198Crossref Scopus (343) Google Scholar, 14Ye F Xu S Rong Z et al.Delivery of infection from asymptomatic carriers of COVID-19 in a familial cluster.Int J Infect Dis. 2020; (published online April 2.)DOI:10.1016/j.ijid.2020.03.042Summary Full Text Full Text PDF Scopus (162) Google Scholar Our own NHS Trust at University College London Hospitals, London, UK, will soon be testing asymptomatic HCWs. In partnership with the Francis Crick Institute in London, UK, where COVID-19 testing will be performed, this initiative is an attempt to further limit nosocomial transmission. It could also alleviate a critical source of anxiety for HCWs.22Shanafelt T Ripp J Trockel M Understanding and addressing sources of anxiety among health care professionals during the COVID-19 pandemic.JAMA. 2020; (published online April 7.)DOI:10.1001/jama.2020.5893Crossref PubMed Scopus (1180) Google Scholar A healthy, COVID-19-free workforce that is not burned out will be an asset to the prolonged response to the COVID-19 crisis. As testing facilities increase in number and throughput in the coming weeks, testing should aim to accommodate weekly or fortnightly screening of HCWs working in high-risk areas. There is a powerful case in support of mass testing of both symptomatic and asymptomatic HCWs to reduce the risk of nosocomial transmission. At the time of writing, the UK is capable of performing 18 000 tests per day,23James W UK has conducted 18 000 coronavirus tests in 24 hours: PM's spokesman.https://www.reuters.com/article/us-health-coronavirus-britain-tests/uk-has-conducted-18000-coronavirus-tests-in-24-hours-pms-spokesman-idUSKCN21V139Date: April 13, 2020Date accessed: April 15, 2020Google Scholar with the Health Secretary targeting a capacity of 100 000 tests per day by the end of April, 2020. Initially, the focus of testing was patients, with NHS England stating only 15% of available testing would be used to test NHS staff.24Iacobucci G Covid-19: hospitals can remove 15% cap on testing of NHS staff.BMJ. 2020; 369m1339Crossref PubMed Scopus (3) Google Scholar Although this cap has been lifted, symptomatic HCWs, rather than asymptomatic HCWs, are currently prioritised in testing. This approach could mean that presymptomatic HCWs who are capable of transmitting the virus are not being tested; if they were tested and found to be COVID-19 positive, they could be advised to isolate and await the onset of symptoms or, if no symptoms develop, undergo repeat testing. As countries seek to flatten the growth phase of COVID-19, we see a significant opportunity in expanding testing among HCWs; this will be critical when pursuing an exit strategy from strict lockdown measures that curb spread of the virus. This online publication has been corrected. The corrected version first appeared at thelancet.com on April 17, 2020 This online publication has been corrected. The corrected version first appeared at thelancet.com on April 17, 2020 JRMB and CB contributed equally to this Correspondence. This work was supported by the Royal Society (CS is a Royal Society Napier Professor of Cancer) and the Francis Crick Institute, which receives its core funding from Cancer Research UK, the UK Medical Research Council, and the Wellcome Trust. CS receives grant support from Pfizer, AstraZeneca, BMS, Roche-Ventana, Boehringer Ingelheim and Ono Pharmaceutical; has consulted for Pfizer, Novartis, GlaxoSmithKline, MSD, BMS, Celgene, AstraZeneca, Illumina, Genentech, Roche-Ventana, GRAIL, Medicxi, and the Sarah Cannon Research Institute; is a shareholder of Apogen Biotechnologies, Epic Bioscience, and GRAIL; and has stock options in and is co-founder of Achilles Therapeutics. All other authors declare no competing interests. Department of ErrorBlack JRM, Bailey C, Przewrocka J, Dijkstra KK, Swanton C. COVID-19: the case for health-care worker screening to prevent hospital transmission. Lancet 2020; 395: 1418–20—In this Correspondence, two authors, Joanna Przewrocka and Krijn K Dijkstra, were erroneously left out of the author byline. This correction has been made to the online version as of April 17, 2020, and the printed version is correct. Full-Text PDF Misuse of SARS-CoV-2 testing in symptomatic health-care staff in the UKAn initiative to screen asymptomatic health-care workers for severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) was timely and logical,1 and contrasted markedly with the UK Government's testing strategy of National Health Service (NHS) staff during the epidemic. The NHS staff testing policy was only to test symptomatic staff, precisely to reduce absenteeism by encouraging staff with negative results back to work, thus intentionally reducing their time in self-isolation. The Secretary of State for Health and Social Care, Matt Hancock, himself stated that "we want to get [NHS staff absences] down, and the way to do that is to get the amount of testing up". Full-Text PDF Independent SARS-CoV-2 staff testing protected academic and health-care institutions in northwest LondonAn important component of the UK's early response to the COVID-19 pandemic was increasing SARS-CoV-2 testing capacity across the National Health Service (NHS). At the time, we and others advocated for the repurposing of academic centres to deliver laboratory capacity for testing and screening of asymptomatic health-care workers, to prevent the transmission of SARS-CoV-2.1 Full-Text PDF Misuse of SARS-CoV-2 testing in symptomatic health-care staff in the UK – Authors' replyWe thank Bernard Freudenthal for his response to our previous Correspondence.1 We agree that use of severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) testing among health-care workers (HCWs) solely to reduce absenteeism is inappropriate. Freudenthal correctly outlines the risks, posed by false-negative results, of advising potentially infectious HCWs to return to work. Moreover, staffing levels are currently far less problematic within UK health-care settings than during the peak of the pandemic. Full-Text PDF

Significance Chemotherapy has been proven in clinical studies to improve overall survival significantly. Unfortunately, there is a significant degree of heterogeneity in tumor chemosensitivity, often resulting in unnecessary treatment and needless exposure to toxic side-effects. A platform is needed that can identify preemptively which patients will or will not benefit from treatment. Tumor organoids, 3D cultures of cancer cells, present such an individualized platform. In this study we demonstrate that organoid cultures can be established from metastatic biopsy specimens with a high success rate and genetically represent the metastasis they were derived from. These data support the translation of this innovative technology to the clinic as an ex vivo screening platform for tailoring treatment.

T cells are key players in cancer immunotherapy, but strategies to expand tumor-reactive cells and study their interactions with tumor cells at the level of an individual patient are limited. Here we describe the generation and functional assessment of tumor-reactive T cells based on cocultures of tumor organoids and autologous peripheral blood lymphocytes. The procedure consists of an initial coculture of 2 weeks, in which tumor-reactive T cells are first expanded in the presence of (IFNγ-stimulated) autologous tumor cells. Subsequently, T cells are evaluated for their capacity to carry out effector functions (IFNγ secretion and degranulation) after recognition of tumor cells, and their capacity to kill tumor organoids. This strategy is unique in its use of peripheral blood as a source of tumor-reactive T cells in an antigen-agnostic manner. In 2 weeks, tumor-reactive CD8+ T-cell populations can be obtained from ~33–50% of samples from patients with non-small-cell lung cancer (NSCLC) and microsatellite-instable colorectal cancer (CRC). This enables the establishment of ex vivo test systems for T-cell-based immunotherapy at the level of the individual patient. Tumor-reactive T cells are generated by coculturing tumor organoids and autologous peripheral blood lymphocytes and are evaluated for their capacity to carry out effector functions after recognition of tumor cells and whether they kill tumor organoids.

The immune microenvironment influences tumour evolution and can be both prognostic and predict response to immunotherapy1,2. However, measurements of tumour infiltrating lymphocytes (TILs) are limited by a shortage of appropriate data. Whole-exome sequencing (WES) of DNA is frequently performed to calculate tumour mutational burden and identify actionable mutations. Here we develop T cell exome TREC tool (T cell ExTRECT), a method for estimation of T cell fraction from WES samples using a signal from T cell receptor excision circle (TREC) loss during V(D)J recombination of the T cell receptor-α gene (TCRA (also known as TRA)). TCRA T cell fraction correlates with orthogonal TIL estimates and is agnostic to sample type. Blood TCRA T cell fraction is higher in females than in males and correlates with both tumour immune infiltrate and presence of bacterial sequencing reads. Tumour TCRA T cell fraction is prognostic in lung adenocarcinoma. Using a meta-analysis of tumours treated with immunotherapy, we show that tumour TCRA T cell fraction predicts immunotherapy response, providing value beyond measuring tumour mutational burden. Applying T cell ExTRECT to a multi-sample pan-cancer cohort reveals a high diversity of the degree of immune infiltration within tumours. Subclonal loss of 12q24.31–32, encompassing SPPL3, is associated with reduced TCRA T cell fraction. T cell ExTRECT provides a cost-effective technique to characterize immune infiltrate alongside somatic changes. A robust, cost-effective technique based on whole-exome sequencing data can be used to characterize immune infiltrates, relate the extent of these infiltrates to somatic changes in tumours, and enables prediction of tumour responses to immune checkpoint inhibition therapy.

Abstract Organoids are self-organizing 3D structures grown from stem cells that recapitulate essential aspects of organ structure and function. Here we describe a method to establish long-term-expanding human airway organoids from broncho-alveolar biopsies or lavage material. The pseudostratified airway organoid epithelium consists of basal cells, functional multi-ciliated cells, mucus-producing goblet cells, and CC10-secreting club cells. Airway organoids derived from cystic fibrosis (CF) patients allow assessment of CFTR function in an organoid swelling assay. Organoid culture conditions also allow gene editing as well as the derivation of various types of lung cancer organoids. Respiratory syncytial virus (RSV) infection recapitulated central disease features and dramatically increases organoid cell motility, found to be driven by the non-structural viral NS2 protein. We conclude that human airway organoids represent versatile models for the in vitro study of hereditary, malignant, and infectious pulmonary disease.