Abstract Cryptococcosis is a potentially lethal fungal infection of humans caused by organisms within the Cryptococcus neoformans/gattii species complex. Whilst C. neoformans is a relatively common pathogen of immunocompromised individuals, C. gattii is capable of acting as a primary pathogen of immunocompetent individuals. Within the host, both species undergo morphogenesis to form titan cells: exceptionally large cells that are critical for disease establishment. To date, the induction, defining attributes, and underlying mechanism of titanisation have been mainly characterized in C. neoformans . Here, we report the serendipitous discovery of a simple and robust protocol for in vitro induction of titan cells in C. gattii . Using this in vitro approach, we reveal a remarkably high capacity for titanisation within C. gattii, especially in strains associated with the Pacific Northwest Outbreak, and characterise strain-specific differences within the clade. In particular, this approach demonstrates for the first time that cell size changes, DNA amplification, and budding are not always synchronous during titanisation. Interestingly, however, exhibition of these cell cycle phenotypes was correlated with genes associated with cell cycle progression including CDC11, CLN1, BUB2, and MCM6. Finally, our findings reveal exogenous p-Aminobenzoic acid to be a key inducer of titanisation in this organism. Consequently, this approach offers significant opportunities for future exploration of the underlying mechanism of titanisation in this genus.

Abstract Biofilms are the leading cause of nosocomial infections, and are hard to eradicate due to their inherent antimicrobial resistance. Candida albicans is the leading cause of nosocomial fungal infections, and is frequently co-isolated with the bacterium Pseudomonas aeruginosa from biofilms in the Cystic Fibrosis lung and severe burn wounds. The presence of C. albicans in multi-species biofilms is associated with enhanced antibacterial resistance, which is largely mediated through fungal extracellular carbohydrates sequestering the antibiotics. However, significantly less is known regarding the impact of polymicrobial biofilms on antifungal resistance. Here we show that, in dual species biofilms, P. aeruginosa enhances the sensitivity of C. albicans to amphotericin B, an effect that was biofilm specific. Transcriptional analysis combined with gene ontology enrichment analysis identified several C. albicans processes associated with oxidative stress to be differentially regulated in dual species biofilms, suggesting that P. aeruginosa exerts oxidative stress on C. albicans , likely through the actions of secreted phenazines. However, the mitochondrial superoxide dismutase SOD2 was significantly downregulated in the presence of P. aeruginosa. Monospecies biofilms of the sod2 Δ mutant were more susceptible to amphotericin B, and the susceptibility of these biofilms was further enhanced by the addition of exogenous phenazines. Therefore, we propose that in dual species biofilms, P. aeruginosa simultaneously induces mitochondrial oxidative stress, whilst downregulating key detoxification enzymes, which prevent C. albicans mounting an appropriate oxidative stress response to amphotericin B, leading to fungal cell death. This work highlights the importance of understanding the impact of polymicrobial interactions on antimicrobial susceptibility. Importance Biofilms are aggregates of cells encased in an extracellular matrix, and are responsible for the majority of infections in hospitals. The Gram-negative bacterium Pseudomonas aeruginosa , and the fungal pathogen Candida albicans are frequently co-isolated from biofilms in the Cystic Fibrosis lung, and in burn wounds. Here we show that in these biofilms, P. aeruginosa secreted phenazines induce mitochondrial reactive oxygen species stress, which enhances the sensitivity of C. albicans to the antifungal amphotericin B. This work highlights the importance of understanding the impact of polymicrobial interactions on antimicrobial susceptibility.

ABSTRACT G protein-coupled receptors (GPCRs), once thought to be active exclusively at the plasma membrane, have been shown to signal from multiple intracellular membrane compartments, including endosomes and the Golgi. However, the potential occurrence and functional relevance of intracellular signaling for the emerging family of metabolite-sensing GPCRs is largely unknown. Here, we used live-cell imaging, bioluminescence resonance energy transfer (BRET) measurements, and functional readouts to investigate signal compartmentalization of the free fatty acid receptor 4 (FFA4), a prototypical metabolite-sensing GPCR that is activated by medium- and long-chain free fatty acids (FFAs). Unexpectedly, we show that FFA4 largely resides on intracellular membranes that are intimately associated with lipid droplets in adipocytes. Upon lipolysis induction, the released FFAs rapidly bind to and activate this intracellular pool of FFA4, leading to local G i/o coupling and inhibition of cAMP production in the vicinity of lipid droplets. This provides a spatiotemporally confined negative feedback mechanism allowing individual lipid droplets to rapidly adjust their lipolysis rate. Our results reveal a novel ‘intracrine’ signaling modality by a prototypical metabolite-sensing GPCR and identify a new lipid-droplet-associated signaling hub implicated in the rapid regulation of lipid metabolism, with important implications for adipocyte physiology and pharmacology.

Environmentally ubiquitous fungal spores of the Mucorales order cause acute invasive infections through germination and evasion of the mammalian host immune system. Early phagocyte control of spore germination plays a key role in controlling infection, yet swelling Mucorales spores evade phagocytosis through an unknown mechanism. Here we investigate fungal immune evasion in a clinical isolate of Rhizopus microsporus and reveal the role of a bacterial endosymbiont, Ralsonia pickettii, in fungal pathogenesis. Analysis of phagocytosis rates in wild type and cured fungal isolates demonstrates a role for the endosymbiont in immune cell evasion through disruption of the cytoskeleton and phagosome maturation. Further analysis of bacterial secreted products revealed the presence of a previously uncharacterized secondary metabolite whose production is induced by the presence of the fungus. Analysis of the bacterial genome and condition-dependent RNAseq implicate a cryptic type I polyketide synthase. Subsequent analysis of wild type and cured spores in a zebrafish larvae model of infection demonstrate a role for the endosymbiont in suppressing macrophage and neutrophil recruitment to the site of infection. Finally, we demonstrate that this has implications for fungal clearance in an immunocompetent murine model of infection. Together, these findings identify for the first time a role for a bacterial endosymbiont in the pathogenesis of Rhizopus microsporus during animal infection