Little is known about the events triggering lymphocyte invasion of the pancreatic islets in prelude to autoimmune diabetes. For example, where islet-reactive T cells first encounter antigen has not been identified. We addressed this issue using BDC2.5 T cell receptor transgenic mice, which express a receptor recognizing a natural islet beta cell antigen. In BDC2.5 animals, activated T cells were found only in the islets and the lymph nodes draining them, and there was a close temporal correlation between lymph node T cell activation and islet infiltration. When naive BDC2.5 T cells were transferred into nontransgenic recipients, proliferating cells were observed only in pancreatic lymph nodes, and this occurred significantly before insulitis was detectable. Surprisingly, proliferation was not seen in 10-day-old recipients. This age-dependent dichotomy was reproduced in a second transfer system based on an unrelated antigen artificially expressed on beta cells. We conclude that beta cell antigens are transported specifically to pancreatic lymph nodes, where they trigger reactive T cells to invade the islets. Systemic or extrapancreatic T cell priming, indicative of activation via molecular mimicry or superantigens, was not seen. Compromised presentation of beta cell antigens in the pancreatic lymph nodes of juvenile animals may be the root of a first “checkpoint” in diabetes progression.

ABSTRACT Hexanucleotide expansion mutations in C9ORF72 are a cause of familial amyotrophic lateral sclerosis. We previously reported that long arginine-rich dipeptide repeats (DPR), mimicking abnormal proteins expressed from the hexanucleotide expansion, caused translation stalling when expressed in cell culture models. Whether this stalling provides a mechanism of pathogenicity remains to be determined. Here we explored the molecular features of DPR-induced stalling and examined whether known regulatory mechanisms of ribosome quality control (RQC) are involved to sense and resolve the stalls. We demonstrate that arginine-containing DPRs lead to stalling in a length dependent manner, with lengths longer than 40 repeats invoking severe translation arrest. Mutational screening of 40×Gly-Xxx DPRs shows that stalling is most pronounced where Xxx are positively charged amino acids (Arg or Lys). Through a genome-wide knockout screen we find that genes regulating stalling on polyadenosine mRNA coding for poly-Lys, a canonical RQC substrate, respond differently to the readthrough of arginine-rich DPRs. Indeed, we find evidence that DPR-mediated stalling has no natural regulatory responses even though the stalls may be sensed, as evidenced by an upregulation of RQC gene expression. These findings therefore implicate arginine-rich DPR-mediated stalled ribosomes as posing a particular danger to cellular health and viability.

Abstract Dendritic cells (DCs) are rare innate immune cells that are essential regulators of anti-tumour, anti-viral and vaccine responses by the adaptive immune system. Conventional dendritic cells, particularly the cDC1 subset, are most desired for DC-based immunotherapies, however, it can be difficult to isolate sufficient numbers of primary cells from patients. The most common alternate sources of DC are ex vivo , such as monocyte-derived or DC expanded from cord blood hematopoietic progenitors. Induced pluripotent stem cells (iPSC) offer a promising solution, providing an opportunity for in vitro generating DCs that are suitable for patient-derived or off-the-shelf batch-manufactured cells. Here, we developed an in vitro protocol designed to maximise the yield of iPSC-derived DC progenitors, with the specific goal of generating DC1-like cells. The iPSC-DCs subsets generated by our method could be partitioned by cell surface phenotypes of cDC1, cDC2 and DC3, but they were most transcriptionally similar to monocyte-derived DC (MoDC). Stimulated iPSC-DCs generated pro-inflammatory cytokines, expressed migratory chemokine receptors including CCR7 which indicates capacity to traffic through lymphatic endothelium, and upregulated co-stimulatory molecules, indicating their potential for productive interactions with T-cells. This method offers a promising step towards an expandable source of allogeneic human dendritic cells for future applications.

Summary Dendritic cells (DCs) are functionally diverse and are present in most adult tissues, however progress in understanding human DC biology is hampered by a relatively small number of these in circulation and by limited access to human tissues. We built a transcriptional atlas of human DCs by combining samples from 14 expression profiling studies derived from 10 laboratories. We identified significant gene expression variation of DC subset-defining markers across tissue-type and upon viral or bacterial stimulation. We further highlight critical gaps between in vitro-derived DC subsets and their in vivo counterparts and provide evidence that monocytes or cord blood progenitor in vitro-differentiated DCs fail to capture the repertoire of primary DC subsets or behaviours. In constructing a reference DC atlas, we provide an important resource for the community wishing to identify and annotate tissue-specific DC subsets from single-cell datasets, or benchmark new in vitro models of DC biology. Key Points A reference atlas of human DC that allows benchmarking of in vitro DC models Meta-analysis of 14 integrated studies demonstrate that human conventional dendritic cells have distinct tissue-of-origin phenotypes User uploads allow tissue-relevant annotation of human DC subsets from single cell datasets Key subset markers are altered by tissue or activation status Gaps between in vitro-differentiated DC and in vivo counterparts are partially rescued by humanized mouse models, or coculture with NOTCH-ligands.

ABSTRACT MARCH1 and MARCH8 are ubiquitin ligases that control the expression and trafficking of critical immunoreceptors. Understanding of their function is hampered by three major knowledge gaps: (i) it is unclear which cell types utilize these ligases; (ii) their level of redundancy is unknown; and (iii) most of their putative substrates have been described in cell lines, often overexpressing MARCH1 or MARCH8, and it is unclear which substrates are regulated by either ligase in vivo . Here we address these questions by systematically analyzing the immune cell repertoire of MARCH1- or MARCH8-deficient mice, and applying unbiased proteomic profiling of the plasma membrane of primary cells to identify MARCH1 and MARCH8 substrates. Only CD86 and MHC II were unequivocally identified as immunoreceptors regulated by MARCH1 and MARCH8, but each ligase carried out its function in different tissues. MARCH1 regulated MHC II and CD86 in professional and “atypical” antigen presenting cells of hematopoietic origin, whereas MARCH8 only operated in non-hematopoietic cells. Our results reveal that the range of cells constitutively endowed with antigen-presentation capacity is wider than generally appreciated. They also establish MARCH1 and MARCH8 as specialized regulators of CD4+ T cell immunity in two ontogenically distinct cellular compartments.