Abstract Cell wall peptidoglycan is a heteropolymeric mesh that protects the bacteria from internal turgor and external insults. In many rod-shaped bacteria, peptidoglycan synthesis for normal growth is achieved by two distinct pathways: the Rod complex, comprised of MreB, RodA and a cognate class B PBP, and the class A PBPs. In contrast to laterally-growing bacteria, pole-growing mycobacteria do not encode an MreB homolog and do not require SEDS protein RodA for in vitro growth. However, RodA contributes to survival of Mycobacterium tuberculosis in some infection models, suggesting that the protein could have a stress-dependent role in maintaining cell wall integrity. Under basal conditions, we find here that the subcellular distribution of RodA largely overlaps with that of the aPBP PonA1, and that both RodA and the aPBPs promote polar peptidoglycan assembly. Upon cell wall damage, RodA fortifies M. smegmatis against lysis and, unlike aPBPs, contributes to a shift in peptidoglycan assembly from the poles to the sidewall. Neither RodA nor PonA1 relocalize; instead, the redistribution of nascent cell wall parallels that of peptidoglycan precursor synthase MurG. Our results support a model in which mycobacteria balance polar growth and cell-wide repair via spatial flexibility in precursor synthesis and extracellular insertion. Importance Peptidoglycan synthesis is a highly successful target for antibiotics. The pathway has been extensively studied in model organisms under laboratory-optimized conditions. In natural environments, bacteria are frequently under attack. Moreover the vast majority of bacterial species are unlikely to fit a single paradigm because of differences in growth mode and/or envelope structure. Studying cell wall synthesis under non-optimal conditions and in non-standard species may improve our understanding of pathway function and suggest new inhibition strategies. Mycobacterium smegmatis, a relative of several notorious human and animal pathogens, has an unusual polar growth mode and multi-layered envelope. In this work we challenged M. smegmatis with cell wall-damaging enzymes to characterize the roles of cell wall-building enzymes when the bacterium is under attack.

Summary Lateral partitioning of proteins and lipids shapes membrane function. In model membranes, partitioning can be influenced by interactions with other membranes and solid supports. While cellular membranes can departition in response to various perturbations, including disruption of bilayer-extrinsic structures, the mechanisms by which they partition de novo are largely unknown. The plasma membrane of Mycobacterium smegmatis can be spatially and biochemically departitioned by the fluidizing agent benzyl alcohol. By screening for mutants that are sensitive to benzyl alcohol, we show that the bifunctional cell wall synthase PonA2 promotes membrane partitioning and cell growth upon fluidizer washout. PonA2’s role in membrane repartitioning and regrowth depends solely on its conserved transglycosylase domain. We find that the cell wall polymer, but not active cell wall polymerization, is critical for membrane partitioning. Our work highlights a key initiating role for bilayer-extrinsic structures in patterning cellular membranes.

Abstract The human glycine transporter 1 (GlyT1) regulates glycine mediated neuronal excitation and inhibition through sodium- and chloride-dependent reuptake of the neurotransmitter 1-3 . Inhibition of glycine reuptake via GlyT1 prolongs neurotransmitter signaling and has long served as a key therapeutic development strategy for treatment of a broad range of central nervous system disorders including schizophrenia and cognitive impairments 4 . Using an inhibition state-selective sybody and serial synchrotron crystallography, we determined the structure of GlyT1 in complex with a benzoylpiperazine chemotype inhibitor at 3.4 Å resolution. The inhibitor locks GlyT1 in an inward-open conformation and binds at the intracellular gate of the release pathway, overlapping with the glycine release site. The inhibitor likely reaches GlyT1 from the cytoplasmic leaflet of the plasma membrane. The study defines the mechanism of non-competitive inhibition and enables the rational design of new, clinically efficacious GlyT1 inhibitors.

Abstract In many model organisms, diffuse patterning of cell wall peptidoglycan synthesis by the actin homolog MreB enables the bacteria to maintain their characteristic rod shape. In Caulobacter crescentus and Escherichia coli , MreB is also required to sculpt this morphology de novo . Mycobacteria are rod-shaped but expand their cell wall from discrete polar or sub-polar zones. In this genus, the tropomyosin-like protein DivIVA is required for the maintenance of cell morphology. DivIVA has also been proposed to direct peptidoglycan synthesis to the tips of the mycobacterial cell. The precise nature of this regulation is unclear, as is its role in creating rod shape from scratch. We find that DivIVA localizes nascent cell wall and covalently associated mycomembrane but is dispensable for the assembly process itself. Mycobacterium smegmatis rendered spherical by peptidoglycan digestion or by DivIVA depletion are able to regain rod shape at the population level in the presence of DivIVA. At the single cell level, there is a close spatiotemporal correlation between DivIVA foci, rod extrusion and concentrated cell wall synthesis. Thus, although the precise mechanistic details differ from other organisms, M. smegmatis also establish and propagate rod shape by cytoskeleton-controlled patterning of peptidoglycan. Our data further support the emerging notion that morphology is a hardwired trait of bacterial cells.

Abstract Mycobacteria share an unusually complex, multilayered cell envelope, which contributes to adaptation to changing environments. The plasma membrane is the deepest layer of the cell envelope and acts as the final permeability barrier against outside molecules. There is an obvious need to maintain the plasma membrane integrity, but the adaptive responses of plasma membrane to stress exposure remain poorly understood. Using chemical treatment and heat stress to fluidize the membrane, we show here that phosphatidylinositol (PI)-anchored plasma membrane glycolipids known as PI mannosides (PIMs) rapidly remodel their structures upon membrane fluidization in Mycobacterium smegmatis . Without membrane stress, PIMs are predominantly in a tri-acylated form: two acyl chains of PI moiety plus one acyl chain modified at one of the mannose residues. Upon membrane fluidization, the fourth fatty acid is added to the inositol moiety of PIMs, making them tetra-acylated variants. PIM inositol acylation is a rapid response independent of de novo protein synthesis, representing one of the fastest mass conversions of lipid molecules found in nature. Strikingly, we found that M. smegmatis is more resistant to the bactericidal effect of a cationic detergent after benzyl alcohol preexposure. We further demonstrate that fluidization-induced PIM inositol acylation is conserved in pathogens such as Mycobacterium tuberculosis and Mycobacterium abscessus . Our results demonstrate that mycobacteria possess a mechanism to sense plasma membrane fluidity change. We suggest that inositol acylation of PIMs is a novel membrane stress response that enables mycobacterial cells to resist membrane fluidization.

Abstract d -amino acid probes label cell wall peptidoglycan at both the poles and sidewall of pole-growing mycobacteria. Since peptidoglycan assembly along the cell periphery could provide a rapid, growth-independent means by which to edit the cell wall, we sought to clarify the precise metabolic fates of these probes. d -amino acid monopeptides were incorporated into peptidoglycan by l,d -transpeptidase remodeling enzymes to varying extents. Dipeptides were incorporated into cytoplasmic precursors. While dipeptide-marked peptidoglycan synthesis at the poles was associated with cell elongation, synthesis along the periphery was highly responsive to cell wall damage. Our observations suggest a post-expansion role for peptidoglycan assembly along the mycobacterial sidewall and provide a conceptual framework for understanding cell wall robustness in the face of polar growth.

Abstract The bacterial cell wall supports cell shape and prevents lysis due to internal turgor pressure. A primary component of all known bacterial cell walls is the peptidoglycan (PG) layer, which is comprised of repeating units of sugars connected to short and unusual peptides. The various steps within PG biosynthesis are often the target of antibiotics as they are essential for cellular growth and survival. Synthetic mimics of PG have proven to be indispensable tools to study bacterial cell growth and remodeling. Yet, a common component of PG, meso -diaminopimelic acid ( m -DAP) at the third position of the stem peptide, remains challenging to build synthetically and is not commercially available. Here, we describe the synthesis and metabolic processing of a selenium-based bioisostere of a m -DAP analogue, selenolanthionine. We show that selenolanthionine is installed within the PG of live bacteria by the native cell wall crosslinking machinery in several mycobacteria species. We envision that this probe will supplement the current methods available for investigating PG crosslinking in m -DAP containing organisms.

Single domain antibodies called nanobodies are excellent affinity reagents for membrane proteins. However, their generation relies on immunizations, which is only amenable to robust proteins and impedes selections in the presence of non-covalent or toxic ligands. To overcome these key limitations, we developed a novel in vitro selection platform, which builds on synthetic nanobodies called sybodies. Inspired by the shape diversity of natural nanobodies, three sybody libraries exhibiting different randomized surface shapes were engineered for high thermal stability. Using ribosome display, exceptionally large libraries were pre-enriched against membrane protein targets and subsequently funneled into a robust phage display process, thereby reducing selection bias. We successfully generated conformation-selective, high affinity sybodies against the human glycine transporter GlyT1, the human equilibrative nucleotide transporter ENT1 and a bacterial ABC transporter. Our platform builds exclusively on commercially available reagents and enables non-specialized labs to generate conformation-specific binders against previously intractable protein targets.

Among bacteria used as anticancer vaccines, attenuated

Cell wall peptidoglycan, a mesh of polysaccharides crosslinked by short peptides, encases the bacterial cell and protects it from turgor pressure lysis. Peptidoglycan synthesis is an effective antibiotic target. Assembly of the biopolymer occurs in close association with the plasma membrane, but higher order organization of the process has not been described. In mycobacteria, intracellular membrane domains comprise biochemically and spatially distinct regions within the conventional plasma membrane. We find that lipid-linked peptidoglycan precursors are made in these domains and then trafficked to the conventional plasma membrane for insertion into the cell wall. Disorganization of the membrane rapidly delocalizes and then halts peptidoglycan assembly. Our data show that membrane compartmentalization is an essential feature of mycobacterial cell wall biogenesis.