Abstract Neuroblastoma is a childhood cancer believed to result from dysfunctional development. Its origin during embryogenesis remains poorly understood. The lack of appropriate models has hindered in-depth mapping of tumor-driving events. Here, we identify a novel tumor-suppressor gene that predicts poor survival in high-risk disease, by applying bulk and single cell RNA sequencing data of neuroblastoma and human fetal adrenal glands. Trunk neural crest-specific MOXD1 discriminates cell populations during normal and tumor development, with implications for deciphering neuroblastoma cell origin. We created an embryonic conditional knockout model and show that cell type-specific loss of MOXD1 leads to disrupted organ homeostasis and failed adrenal gland formation, home for neuroblastoma. We show that MOXD1 is a tumor suppressor gene in zebrafish, chick, and mice in vivo models. One-Sentence Summary Neural crest-specific MOXD1 is a de novo tumor-suppressor gene in childhood cancers arising during embryogenesis.

Rare monogenic disorders often exhibit significant phenotypic variability among individuals sharing identical genetic mutations. Bruck syndrome (BS), a prime example, is characterized by bone fragility and congenital contractures, although with a pronounced variability among family members. BS arises from recessive biallelic mutations in FKBP10 or PLOD2. FKBP65, the protein encoded by FKBP10, collaborates with the LH2 enzyme (PLOD2) in type I collagen telopeptide lysine hydroxylation, crucial for collagen cross-linking. To identify potential modifier genes and to investigate the mechanistic role of FKBP10 in BS pathogenesis, we established an fkbp10a knockout zebrafish model. Mass-spectrometry analysis in fkbp10a-/- mutants revealed a generally decreased type I collagen lysyl hydroxylation, paralleled by a wide skeletal variability similar to human patients. Ultrastructural examination of the skeleton in severely affected mutants showed enlarged type I collagen fibrils and disturbed elastin layers. Whole-exome sequencing of 7 mildly and 7 severely affected mutant zebrafish siblings, followed by single nucleotide polymorphism-based linkage analysis, indicated a linked region on chromosome 13, which segregates with phenotypic severity. Transcriptome analysis identified 6 differentially expressed genes (DEGs) between mildly and severely affected mutants. The convergence of genes within the linked region and DEGs highlighted bmpr1aa as a potential modifier gene, as its reduced expression correlates with increased skeletal severity. In summary, our study provides deeper insights into the role of FKBP10 in BS pathogenesis. Additionally, we identified a pivotal gene that influences phenotypic severity in a zebrafish model of BS. These findings hold promise for novel treatments in the field of bone diseases.

Abstract The PHF6 protein is a presumed chromatin reader implicated in disease through germline loss-of-function mutations causing cognitive disability syndromes and somatic mutations are predominantly observed in acute T-cell leukemia. Previous reports support a role for PHF6 in DNA damage repair, replication fork restart as well as hematopoietic precursor cell self-renewal capacity and lineage commitment. To explore better how PHF6 mediates these functions, we mapped the PHF6 interactome and identified RRM2 as a consistent binding partner across different normal and malignant cell types. Next, PHF6 knockdown imposed increased replicative stress/DNA damage and suggested possible binding of PHF6 to H3K56ac, a marker for nascent DNA at sites of DNA damage repair. Genome-wide mapping of PHF6 chromatin binding indeed revealed overlap with sites of active DNA damage, binding sites of replication fork proteins and functional crosstalk with the neuroblastoma transcription core regulatory circuitry. Altogether, we show a canonical PHF6-RRM2 interaction enabling active transport of RRM2 to genomic sites of PHF6 mediated fork restart and PHF6 localization to H3K56ac at highly transcribed genes facilitating fork restart following replication-transcription conflicts.

Heritable Fragile Bone Disorders (FBDs) encompass a spectrum of conditions, from widespread multifactorial to rare monogenic diseases, all characterized by an elevated risk of fractures. The process of validating causative genes and elucidating their pathogenic mechanisms remains a daunting and resource-intensive task. In this study, we evaluated the feasibility of a semi-high throughput zebrafish screening platform for rapid validation and in vivo functional testing and validation of candidate disease-causing genes for a wide range of heritable FBDs. Six genes associated with severe recessive forms of Osteogenesis Imperfecta (OI) and four genes associated with BMD, a key osteoporosis indicator, identified through genome-wide association studies (GWAS) were selected. The crispant screening approach, based on CRISPR/Cas9 technology, was used to phenotype directly in F0 mosaic founder zebrafish. Next-Generation Sequencing (NGS) analysis revealed a mean indel efficiency of 88% across ten different crispants, indicating a high proportion of knock-out alleles and thus resembling stable knock-out models. We applied multiple techniques to evaluate skeletal characteristics at 7, 14 and 90 days post-fertilization (dpf), including microscopy for osteoblast reporter visualization and mineralization by Alizarin Red S staining, and microCT for quantitative skeletal analysis. While larval crispants exhibited variable differences in osteoblast-positive and mineralized surface areas, adult-stage crispants displayed more pronounced and consistent skeletal phenotypes. Notably, all crispants developed malformed neural and haemal arches, with a majority presenting vertebral fractures and fusions, and some showing significant alterations in vertebral bone volume and density. In addition, aldh7a1 and mbtps2 crispants experienced increased mortality due to severe skeletal deformities. RT-qPCR analysis of osteoblast differentiation and bone formation markers at larval stages indicated differential expression of osteogenic markers bglap and col1a1a in a substantial portion of the crispants, hinting at their utility as biomarkers for FBD crispant screening. In summary, our findings demonstrate that crispant screening in zebrafish offers a viable and efficient strategy for the functional assessment of FBD genes. We advocate for a comprehensive approach that integrates various techniques and evaluates distinct skeletal and molecular profiles across different developmental and adult stages. This methodology has the potential to provide new insights into the role of these genes in skeletal biology.

Current therapies for neuroblastoma are often ineffective and survivors suffer from severe long-term therapy related side-effects, underscoring the need for identification of novel drugging strategies. We performed an in-depth evaluation of phenotypic and molecular responses following exposure of neuroblastoma cells to the rocaglate CR-1-31-B, scrutinizing its mode-of-action through integrative ribosome footprinting and shotgun proteome profiling. We could show that CR-1-31-B significantly reduces tumor growth in vivo without apparent toxicity. By means of combined ribosome footprinting and transcriptome analysis we uncovered that CR-1-31-B treatment downregulates translation efficiencies of several major neuroblastoma dependencies including MYCN, CCND1 and ALK as well as factors involved in the G2/M checkpoint. Upregulated targets are enriched for oxidative phosphorylation pathway components and DNA repair. At the proteome level, CR-1-31-B imposed downregulation of a FOXM1 driven signature, including the FOXM1 target gene TPX2. We show that neuroblastoma cells are dependent on TPX2 for growth and DNA repair and further demonstrate enhanced CHK1 sensitivity upon TPX2 knockdown. Next, we also observed synergistic effects of CHK1 inhibition with CR-1-31-B. In conclusion, our data support CR-1-31-B as a potent novel therapeutic agent in neuroblastoma, in particular in combination with DNA damage or replication stress inducing agents.

The type I collagenopathies are a group of heterogeneous connective tissue disorders, that are caused by mutations in the genes encoding type I collagen and include specific forms of Osteogenesis Imperfecta (OI) and the Ehlers-Danlos syndrome (EDS). These disorders present with a broad disease spectrum and large clinical variability of which the underlying genetic basis is still poorly understood. In this study, we systematically analyzed skeletal phenotypes in a large set of zebrafish, with diverse mutations in the genes encoding type I collagen, representing different genetic forms of human OI, and the first zebrafish model of human EDS, which harbors characteristic defects in the soft connective tissues. Furthermore, we provide insight into how zebrafish and human type I collagen are compositionally and functionally related, which is relevant in the interpretation of human type I collagen related disease models. Our studies reveal a high degree of inter-genotype variability in phenotypic expressivity that closely correlates with associated OI severity. Further, we demonstrate the potential for select mutations to give rise to variable phenotypic penetrance, mirroring the clinical variability associated with human disease pathology. Therefore, our work suggests the potential for zebrafish to aid in identifying unknown genetic modifiers and mechanisms underlying the phenotypic variability in OI and related disorders. This will improve diagnostic strategies and enable the discovery of new targetable pathways for pharmacological intervention.