The multidrug-resistant bacterium Enterococcus faecium has become increasingly tolerant to the alcohols in hospital disinfectants.

Abstract Alcohol-based hand rubs are international pillars of hospital infection control, restricting transmission of pathogens such as Staphylococcus aureus . Despite this success, health care infections caused by Enterococcus faecium (Efm) - another multidrug resistant pathogen - are increasing. We tested alcohol tolerance of 139 hospital Efm isolates, obtained between 1997 and 2015 and found Efm post-2010 were 10-fold more tolerant to alcohol killing than older isolates. Using a mouse infection control model, we then showed that alcohol tolerant Efm resisted standard 70% isopropanol surface disinfection and led to gastrointestinal colonization significantly more often than alcohol sensitive Efm. We next looked for bacterial genomic signatures of adaptation. Tolerant Efm have independently accumulated mutations modifying genes involved in carbohydrate uptake and metabolism. Mutagenesis confirmed their roles in isopropanol tolerance. These findings suggest bacterial adaptation and complicate infection control recommendations. Additional policies and procedures to prevent Efm spread are required.

Abstract Among the 16 two-component systems (TCSs) in the opportunistic human pathogen Staphylococcus aureus , only WalKR is essential. Like orthologous systems in other Bacillota, S. aureus WalKR controls autolysins involved in peptidoglycan remodelling and is therefore intimately involved in cell division. However, despite the importance of WalKR in S. aureus , the basis for its essentiality is not understood and the regulon poorly defined. Here, we defined a consensus WalR DNA-binding motif and the direct WalKR regulon by using functional genomics, including ChIP-seq, with a panel of isogenic walKR mutants that had a spectrum of altered activities. Consistent with prior findings, the direct regulon includes multiple autolysin genes. However, this work also revealed that WalR directly regulates at least five essential genes involved in lipoteichoic acid synthesis ( ltaS ); translation (rplK ); DNA compaction ( hup ); initiation of DNA replication ( dnaA, hup ); and purine nucleotide metabolism ( prs ). Thus, WalKR in S. aureus serves as a polyfunctional regulator that contributes to fundamental control over critical cell processes by co-ordinately linking cell wall homeostasis with purine biosynthesis, protein biosynthesis, and DNA replication. Collectively, our findings address the essentiality of this locus and highlight the importance of WalKR as a bona fide target for novel anti-staphylococcal therapeutics.

Staphylococcus epidermidis is a significant opportunistic pathogen of humans. Molecular studies in this species have been hampered by the presence of restriction-modification (RM) systems that limit introduction of foreign DNA. Here we establish the complete genomes and methylomes for seven clinically significant, genetically diverse Staphylococcus epidermidis isolates and perform the first systematic genomic analyses of the type I RM systems within both S. epidermidis and Staphylococcus aureus . Our analyses revealed marked differences in the gene arrangement, chromosomal location and movement of type I RM systems between the two species. Unlike S. aureus , S. epidermidis type I RM systems demonstrate extensive diversity even within a single genetic lineage. This is contrary to current assumptions and has important implications for approaching the genetic manipulation of S. epidermidis . Using Escherichia coli plasmid artificial modification (PAM) to express S. epidermidis hsdMS, we readily overcame restriction barriers in S. epidermidis , and achieved transformation efficiencies equivalent to those of modification deficient mutants. With these functional experiments we demonstrate how genomic data can be used to predict both the functionality of type I RM systems and the potential for a strain to be transformation proficient. We outline an efficient approach for the genetic manipulation of S. epidermidis from diverse genetic backgrounds, including those that have hitherto been intractable. Additionally, we identified S. epidermidis BPH0736, a naturally restriction defective, clinically significant, multidrug-resistant ST2 isolate as an ideal candidate for molecular studies.

Background: Large-scale genomic studies of within-host evolution during Staphylococcus aureus bacteraemia (SAB) are needed to understanding bacterial adaptation underlying persistence and thus refining the role of genomics in management of SAB. However, available comparative genomic studies of sequential SAB isolates have tended to focus on selected cases of unusually prolonged bacteraemia, where secondary antimicrobial resistance has developed. To understand the bacterial genomic evolution during SAB more broadly, we applied whole genome sequencing to a large collection of sequential isolates obtained from patients with persistent or relapsing bacteraemia. Results: We show that, while adapation pathways are heterogenous and episode-specific, isolates from persistent bacteraemia have a distinctive molecular signature, characterised by a low mutation frequency and high proportion of non-silent mutations. By performing an extensive analysis of structural genomic variants in addition to point mutations, we found that these often overlooked genetic events are commonly acquired during SAB. We discovered that IS256 insertion may represent the most effective driver of within-host microevolution in selected lineages, with up to three new insertion events per isolate even in the absence of other mutations. Genetic mechanisms resulting in significant phenotypic changes, such as increases in vancomycin resistance, development of small colony phenotypes, and decreases in cytotoxicity, included mutations in key genes (rpoB, stp, agrA) and an IS256 insertion upstream of the walKR operon. Conclusions: This study provides for the first time a large-scale analysis of within-host evolution during invasive S. aureus infection and describes specific patterns of adaptation that will be informative for both understanding S. aureus pathoadaptation and utilising genomics for management of complicated S. aureus infections.

Abstract Staphylococcus aureus infections are associated with high mortality rates. Often considered an extracellular pathogen, S. aureus can persist and replicate within host cells, evading immune responses and causing host cell death. Classical methods for assessing S. aureus cytotoxicity are limited by testing culture supernatants and endpoint measurements that do not capture the phenotypic diversity of intracellular bacteria. Using a well-established epithelial cell line model, we have developed a platform called InToxSa ( In tracellular Tox icity of S. a ureus ) to quantify intracellula cytotoxic S. aureus phenotypes. Studying a panel of 387 S. aureus bacteraemia isolates, and combined with comparative, statistical and functional genomics, our platform identified mutations in S. aureus clinical isolates that reduced bacterial cytotoxicity and promoted intracellular persistence. In addition to numerous convergent mutations in the Agr quorum sensing system, our approach detected mutations in other loci that also impacted cytotoxicity and intracellular persistence. We discovered that clinical mutations in ausA, encoding the aureusimine non-ribosomal peptide synthetase, reduced S. aureus cytotoxicity and increased intracellular persistence. InToxSa is a versatile, high-throughput cell-based phenomics platform and we showcase its utility by identifying clinically relevant S. aureus pathoadaptive mutations that promote intracellular residency.

Abstract Daptomycin is a last-resort antibiotic used for treatment of infections caused by Gram-positive antibiotic-resistant bacteria such as methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA). Treatment failure is commonly linked to accumulation of point mutations, however, the contribution of single mutations to resistance and the mechanisms underlying resistance remain incompletely understood. Here we show that a single nucleotide polymorphism (SNP) selected during daptomycin therapy inactivates the highly conserved ClpP protease and is causing reduced susceptibility of MRSA to daptomycin, vancomycin, and β-lactam antibiotics as well as decreased expression of virulence factors. Super-resolution microscopy demonstrated that the improved survival of the clpP mutant strain during daptomycin treatment was associated with reduced binding of daptomycin to the septal site and diminished membrane damage. In both the parental strain and the clpP strain, daptomycin inhibited the inward progression of septum synthesis eventually leading to lysis and death of the parental strain while surviving clpP cells were able to continue synthesis of the peripheral cell wall in the presence of 10 × MIC daptomycin resulting in a rod-shaped morphology. To our knowledge, this is the first demonstration that synthesis of the outer cell wall continues in the presence of daptomycin. Collectively, our data provide novel insight into the mechanisms behind bacterial killing and resistance to this important antibiotic. Also, the study emphasizes that treatment with last-line antibiotics is selective for mutations that, like the SNP in clpP , favor antibiotic resistance over virulence gene expression. IMPORTANCE The bacterium Staphylococcus aureus is a leading cause of life-threatening infections and treatment is challenged by the worldwide dissemination of methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) that are multi-drug resistant. Daptomycin, a cell membrane-targeting cationic lipopeptide, is one of the few antibiotics with activity against MRSA, however, the killing mechanism of daptomycin and the mechanisms leading to resistance are not fully understood. Here we show than an MRSA strain, isolated from the blood of a patient treated with daptomycin, has acquired a mutation that inactivates the ClpXP protease resulting in increased resistance to several antibiotics and diminished expression of virulence genes. Super resolution microscopy showed that the mutant avoids daptomycin-elicited killing by preventing the binding of the antibiotic to the septal site and by growing into a rod-shaped morphology. In summary, this study discloses new perspectives on the mechanism of killing and the mechanism of resistance to an antibiotic of last resort.

Acquired mutations are a major mechanism of bacterial antibiotic resistance generation and dissemination, and can arise during treatment of infections. Early detection of sub-populations of resistant bacteria harbouring defined resistance mutations could prevent inappropriate antibiotic prescription. Here we present RM-seq, a new amplicon-based DNA sequencing work-flow based on single molecule barcoding coupled with deep-sequencing that enables the high-throughput characterisation and sensitive detection of resistance mutations from complex mixed populations of bacteria. We show that RM-seq reduces both background sequencing noise and PCR amplification bias and allows highly sensitive identification and accurate quantification of antibiotic resistant sub-populations, with relative allele frequencies as low as 10-4. We applied RM-seq to identify and quantify rifampicin resistance mutations in Staphylococcus aureus using pools of 10,000 in vitro selected clones and identified a large number of previously unknown resistance-associated mutations. Targeted mutagenesis and phenotypic resistance testing was used to validate the technique and demonstrate that RM-seq can be used to link subsets of mutations with clinical resistance breakpoints at high-throughput using large pools of in vitro selected resistant clones. Differential analysis of the abundance of resistance mutations after a selection bottleneck detected antimicrobial cross-resistance and collateral sensitivity-conferring mutations. Using a mouse infection model and human clinical samples, we also demonstrate that RM-seq can be effectively applied in vivo to track complex mixed populations of S. aureus and another major human pathogen, Mycobacterium tuberculosis during infections. RM-seq is a powerful new tool to both detect and functionally characterise mutational antibiotic resistance.

ABSTRACT During severe infections, Staphylococcus aureus moves from its colonising sites to blood and tissues, and is exposed to new selective pressures, thus potentially driving adaptive evolution. Previous studies have shown the key role of the agr locus in S. aureus pathoadaptation, however a more comprehensive characterisation of genetic signatures of bacterial adaptation may enable prediction of clinical outcomes and reveal new targets for treatment and prevention of these infections. Here, we measured adaptation using within-host evolution analysis of 2,590 S. aureus genomes from 396 independent episodes of infection. By capturing a comprehensive repertoire of single-nucleotide and structural genome variations, we found evidence of a distinctive evolutionary pattern within the infecting populations compared to colonising bacteria. These invasive strains had up to 20-fold enrichments for genome degradation signatures and displayed significantly convergent mutations in a distinctive set of genes, linked to antibiotic response and pathogenesis. In addition to agr -mediated adaptation we identified non-canonical, genome-wide significant loci including sucA - sucB and stp1 . The prevalence of adaptive changes increased with infection extent, emphasising the clinical significance of these signatures. These findings provide a high-resolution picture of the molecular changes when S. aureus transitions from colonisation to severe infection and may inform correlation of infection outcomes with adaptation signatures.