Summary

 Mature ribosomal RNAs (rRNAs) are produced from polycistronic precursors following complex processing. Precursor (pre)-rRNA processing has been extensively characterized in yeast and was assumed to be conserved in humans. We functionally characterized 625 nucleolar proteins in HeLa cells and identified 286 required for processing, including 74 without a yeast homolog. For selected candidates, we demonstrated that pre-rRNA processing defects are conserved in different cell types (including primary cells), defects are not due to activation of a p53-dependent nucleolar tumor surveillance pathway, and they precede cell-cycle arrest and apoptosis. We also investigated the exosome's role in processing internal transcribed spacers (ITSs) and report that 3′ end maturation of 18S rRNA involves EXOSC10/Rrp6, a yeast ITS2 processing factor. We conclude that human cells adopt unique strategies and recruit distinct trans-acting factors to carry out essential processing steps, posing fundamental implications for understanding ribosomopathies at the molecular level and developing effective therapeutic agents.

Abstract N6-methyladenosine (m6A) has recently been found abundantly on messenger RNA and shown to regulate most steps of mRNA metabolism. Several important m6A methyltransferases have been described functionally and structurally, but the enzymes responsible for installing one m6A residue on each subunit of human ribosomes at functionally important sites have eluded identification for over 30 years. Here, we identify METTL5 as the enzyme responsible for 18S rRNA m6A modification and confirm ZCCHC4 as the 28S rRNA modification enzyme. We show that METTL5 must form a heterodimeric complex with TRMT112, a known methyltransferase activator, to gain metabolic stability in cells. We provide the first atomic resolution structure of METTL5–TRMT112, supporting that its RNA-binding mode differs distinctly from that of other m6A RNA methyltransferases. On the basis of similarities with a DNA methyltransferase, we propose that METTL5–TRMT112 acts by extruding the adenosine to be modified from a double-stranded nucleic acid.

Antigen Ki-67 is a nuclear protein expressed in proliferating mammalian cells. It is widely used in cancer histopathology but its functions remain unclear. Here, we show that Ki-67 controls heterochromatin organisation. Altering Ki-67 expression levels did not significantly affect cell proliferation in vivo. Ki-67 mutant mice developed normally and cells lacking Ki-67 proliferated efficiently. Conversely, upregulation of Ki-67 expression in differentiated tissues did not prevent cell cycle arrest. Ki-67 interactors included proteins involved in nucleolar processes and chromatin regulators. Ki-67 depletion disrupted nucleologenesis but did not inhibit pre-rRNA processing. In contrast, it altered gene expression. Ki-67 silencing also had wide-ranging effects on chromatin organisation, disrupting heterochromatin compaction and long-range genomic interactions. Trimethylation of histone H3K9 and H4K20 was relocalised within the nucleus. Finally, overexpression of human or Xenopus Ki-67 induced ectopic heterochromatin formation. Altogether, our results suggest that Ki-67 expression in proliferating cells spatially organises heterochromatin, thereby controlling gene expression.

The function of RNA is subtly modulated by post-transcriptional modifications. Here, we report an important crosstalk in the covalent modification of two classes of RNAs. We demonstrate that yeast Kre33 and human NAT10 are RNA cytosine acetyltransferases with, surprisingly, specificity toward both 18S rRNA and tRNAs. tRNA acetylation requires the intervention of a specific and conserved adaptor: yeast Tan1/human THUMPD1. In budding and fission yeasts, and in human cells, we found two acetylated cytosines on 18S rRNA, one in helix 34 important for translation accuracy and another in helix 45 near the decoding site. Efficient 18S rRNA acetylation in helix 45 involves, in human cells, the vertebrate-specific box C/D snoRNA U13, which, we suggest, exposes the substrate cytosine to modification through Watson–Crick base pairing with 18S rRNA precursors during small subunit biogenesis. Finally, while Kre33 and NAT10 are essential for pre-rRNA processing reactions leading to 18S rRNA synthesis, we demonstrate that rRNA acetylation is dispensable to yeast cells growth. The inactivation of NAT10 was suggested to suppress nuclear morphological defects observed in laminopathic patient cells through loss of microtubules modification and cytoskeleton reorganization. We rather propose the effects of NAT10 on laminopathic cells are due to reduced ribosome biogenesis or function.

Abstract In diploid cells, maternal and paternal copies of genes usually have similar transcriptional activity. Mammalian allele-specific epigenetic mechanisms such as X-chromosome inactivation (XCI) and imprinting were historically viewed as rare exceptions to this rule. The discovery of mitotically stable monoallelic autosomal expression (MAE) a decade ago revealed an additional allele-specific mode regulating thousands of mammalian genes. However, despite its prevalence, the mechanistic basis of MAE remains unknown. To uncover the mechanism of MAE maintenance, we devised a small-molecule screen for reactivation of silenced alleles across multiple loci using targeted RNA sequencing. Contrary to previous reports, we identified DNA methylation as a key mechanism of MAE mitotic maintenance. In contrast with the binary choice of the active allele in XCI, stringent transcriptome-wide analysis revealed MAE as a regulatory mode with tunable control of allele-specific expression, dependent on the extent of DNA methylation. In a subset of MAE genes, allelic imbalance was insensitive to changes in DNA methylation, implicating additional mechanisms in MAE maintenance in these loci. Our findings identify a key mechanism of MAE maintenance, reveal tunability of this mode of gene regulation, and provide the essential platform for probing the biological role of MAE in development and disease.

SUMMARY The topological state of chromosomes determines their mechanical properties, dynamics, and function. Recent work indicated that interphase chromosomes are largely free of entanglements. Here, we use Hi-C, polymer simulations and multi-contact 3C, and propose that, in contrast, mitotic chromosomes are self-entangled. We explore how a mitotic self-entangled state is converted into an unentangled interphase state during mitotic exit. Most mitotic entanglements are removed during anaphase/telophase, with remaining ones removed during early G1, in a Topoisomerase II-dependent process. Polymer models suggest a two-stage disentanglement pathway: first, decondensation of mitotic chromosomes with remaining condensin loops produces entropic forces that bias Topoisomerase II activity towards decatenation. At the second stage, the loops are released, and formation of new entanglements is prevented by lower Topoisomerase II activity, allowing the establishment of unentangled and territorial G1 chromosomes. When mitotic entanglements are not removed, in experiment and models, a normal interphase state cannot be acquired.

Heritable non-genetic information can regulate a variety of complex phenotypes. However, what specific non-genetic cues are transmitted from parents to their descendants are poorly understood. Here, we perform metabolic methyl-labeling experiments to track the heritable transmission of methylation from ancestors to their descendants in the nematode Caenorhabditis elegans (C. elegans). We find heritable methylation in DNA, RNA, proteins, and lipids. We find that parental starvation elicits reduced fertility, increased heat stress resistance, and extended longevity in fed, naïve progeny. This intergenerational hormesis is accompanied by a heritable increase in N6'-dimethyl adenosine (m6,2A) on the 18S ribosomal RNA at adenosines 1735 and 1736. We identified DIMT-1/DIMT1 as the m6,2A and BUD-23/BUD23 as the m7G methyltransferases in C. elegans that are both required for intergenerational hormesis, while other rRNA methyltransferases are dispensable. This study labels and tracks heritable non-genetic material across generations and demonstrates the importance of rRNA methylation for regulating epigenetic inheritance.

ABSTRACT Altered expression of box C/D small nucleolar RNAs (snoRNAs) is implicated in human diseases, including cancer. Box C/D snoRNAs canonically direct site-specific, 2’- O -methylation but the extent to which they participate in other functions remains unclear. To identify RNA targets of box C/D snoRNAs in human cells, we applied two techniques based on UV crosslinking, proximity ligation and sequencing of RNA hybrids (CLASH and FLASH). These identified hundreds of novel snoRNA interactions with rRNA, snoRNAs and mRNAs. We developed an informatic pipeline to rigorously call interactions predicted to direct methylation. Multiple snoRNA-rRNA interactions identified were not predicted to direct RNA methylation. These potentially modulate methylation efficiency and/or contribute to folding dynamics. snoRNA-mRNA hybrids included 1,300 interactions between 117 snoRNA families and 940 mRNAs. Human U3 is substantially more abundant than other snoRNAs and represented about 50% of snoRNA-mRNA hybrids. The distribution of U3 interactions across mRNAs also differed from other snoRNAs. Following U3 depletion, mRNAs showing altered abundance were strongly enriched for U3 CLASH targets. Most human snoRNAs are excised from pre-mRNA introns. Enrichment for snoRNA association with branch point regions of introns that contain snoRNA genes was common, suggesting widespread regulation of snoRNA maturation.

ABSTRACT Spliceosomal small nuclear RNAs (snRNAs) are modified by small Cajal body (CB) specific ribonucleoproteins (scaRNPs) to ensure snRNP biogenesis and pre-mRNA splicing. However, the function and subcellular site of snRNA modification are largely unknown. We show that CB localization of the protein Nopp140 is essential for concentration of scaRNPs in that nuclear condensate; and that phosphorylation by casein kinase 2 (CK2) at some 80 serines targets Nopp140 to CBs. Transiting through CBs, snRNAs are apparently modified by scaRNPs. Indeed, Nopp140 knockdown-mediated release of scaRNPs from CBs severely compromises 2’-O-methylation of spliceosomal snRNAs, identifying CBs as the site of scaRNP catalysis. Additionally, alternative splicing patterns change indicating that these modifications in U1, U2, U5, and U12 snRNAs safeguard splicing fidelity. Given the importance of CK2 in this pathway, compromised splicing could underlie the mode of action of small molecule CK2 inhibitors currently considered for therapy in cholangiocarcinoma, hematological malignancies, and COVID-19.

Abstract The catalytically active component of ribosomes, rRNA, is long studied and heavily modified. However, little is known about functional and pathological consequences of changes in human rRNA modification status. Direct RNA sequencing on the Nanopore platform enables the direct assessment of rRNA modifications. We established a targeted Nanopore direct rRNA sequencing approach and applied it to CRISPR-Cas9 engineered HCT116 cells, lacking specific enzymatic activities required to establish defined rRNA base modifications. We analyzed these sequencing data along with wild type samples and in vitro transcribed reference sequences to specifically detect changes in modification status. We show for the first time that direct RNA-sequencing is feasible on smaller, i.e. Flongle, flow cells. Our targeted approach reduces RNA input requirements, making it accessible to the analysis of limited samples such as patient derived material. The analysis of rRNA modifications during cardiomyocyte differentiation of human induced pluripotent stem cells, and of heart biopsies from cardiomyopathy patients revealed altered modifications of specific sites, among them pseudouridines, 2’-O-methylation of riboses and acetylation of cytidines. Targeted direct rRNA-seq analysis with JACUSA2 opens up the possibility to analyze dynamic changes in rRNA modifications in a wide range of biological and clinical samples.