ABSTRACT Current in vitro models of developmental blood formation lack spatio-temporal accuracy and weakly replicate successive waves of hematopoiesis. Herein, we describe a mouse embryonic stem cell (SC)-derived 3D hemogenic gastruloid (hGx) that captures multi-wave blood formation, progenitor specification from hemogenic endothelium (HE), and generates hematopoietic SC precursors capable of short-term engraftment of immunodeficient mice upon maturation in an adrenal niche. We took advantage of the hGx model to interrogate the origins of infant acute myeloid leukemia (infAML). We focused on MNX1-driven leukemia, representing the commonest genetic abnormality unique to the infant group. Enforced MNX1 expression in hGx promotes the expansion and in vitro transformation of yolk sac-like erythroid-myeloid progenitors (EMP) at the HE-to-hematopoietic transition to faithfully recapitulate patient transcriptional signatures. By combining phenotypic, functional and transcriptional profiling, including at the single-cell level, we establish the hGx as a useful new model for the study of normal and leukemic embryonic hematopoiesis .

Abstract Acute myeloid leukaemia carrying the translocation t(7;12)(q36;p13) is an adverse-risk leukaemia uniquely observed in infants. Despite constituting up to 30% of cases in under 2-year-olds, it remains poorly understood. Known molecular features are ectopic overexpression of the MNX1 gene and generation of a fusion transcript in 50% of patients. Lack of research models has hindered understanding of t(7;12) biology, which has historically focused on MNX1 overexpression rather than the cytogenetic entity itself. Here, we employed CRISPR/Cas9 to generate t(7;12) in the human K562 cell line, and in healthy CD34+ haematopoietic progenitors where the translocation was not sustained in long-term cultures or through serial replating. In contrast, in K562 cells, t(7;12) was propagated in self-renewing clonogenic assays, with sustained myeloid bias in colony formation and baseline depletion of erythroid signatures. Nuclear localisation analysis revealed repositioning of the translocated MNX1 locus to the interior of t(7;12)-harbouring K562 nuclei - a known phenomenon in t(7;12) patients which associates with ectopic overexpression of MNX1 . Crucially, the K562-t(7;12) model successfully recapitulated the transcriptional landscape of t(7;12) patient leukaemia. In summary, we engineered a clinically-relevant model of t(7;12) acute myeloid leukaemia with the potential to unravel targetable molecular mechanisms of disease.

ABSTRACT Acute Myeloid Leukaemia (AML) is a heterogeneous disease of dismal prognosis, with vulnerabilities in epigenetic and metabolic regulation. DNA demethylating agents, e.g. azacytidine (AZA), are used as first-line therapy in AML patients unable to tolerate intensive chemotherapy regimens, often in combination with BCL-2 inhibitor venetoclax. However, the impact on survival is limited, indicating the need for alternative therapeutic strategies. Methyl-group usage for epigenetic modifications depends on methionine availability and MAT2A-driven conversion to S-adenosyl-methionine. Methyl-group production is a vulnerability in multiple tumours, including AML, and has been variably linked to impairment of different histone methyl-modifications. In contrast, we herein align MAT2A effects in AML with DNA methylation and proteostasis. We show that MAT2A inhibition can be mimicked by combining AZA with unfolded protein response (UPR) activation through targeting of valosin-containing protein (VCP)/P97. Combined AZA and P97 inhibition exceeded AZA-driven restriction of human AML cell expansion, and specifically impaired colony-formation and maintenance of CD34+ patient blasts, suggesting targeting of AML stem/progenitor-like cells. Overall, our data support combined targeting of DNA methylation and the UPR as a promising therapeutic strategy in AML.