Isobaric labeling empowers proteome-wide expression measurements simultaneously across multiple samples. Here an expanded set of 16 isobaric reagents based on an isobutyl-proline immonium ion reporter structure (TMTpro) is presented. These reagents have similar characteristics to existing tandem mass tag reagents but with increased fragmentation efficiency and signal. In a proteome-scale example dataset, we compared eight common cell lines with and without Torin1 treatment with three replicates, quantifying more than 8,800 proteins (mean of 7.5 peptides per protein) per replicate with an analysis time of only 1.1 h per proteome. Finally, we modified the thermal stability assay to examine proteome-wide melting shifts after treatment with DMSO, 1 or 20 µM staurosporine with five replicates. This assay identified and dose-stratified staurosporine binding to 228 cellular kinases in just one, 18-h experiment. TMTpro reagents allow complex experimental designs—all with essentially no missing values across the 16 samples and no loss in quantitative integrity. A set of isobaric labeling reagents called TMTpro enables deep quantitative comparisons of proteome measurements across 16 samples.

Abstract Knowledge of the subcellular distribution of proteins is vital for understanding cellular mechanisms. Capturing the subcellular proteome in a single experiment has proven challenging, with studies focusing on specific compartments or assigning proteins to subcellular niches with low resolution and/or accuracy. Here we introduce hyperLOPIT, a method that couples extensive fractionation, quantitative high-resolution accurate mass spectrometry with multivariate data analysis. We apply hyperLOPIT to a pluripotent stem cell population whose subcellular proteome has not been extensively studied. We provide localization data on over 5,000 proteins with unprecedented spatial resolution to reveal the organization of organelles, sub-organellar compartments, protein complexes, functional networks and steady-state dynamics of proteins and unexpected subcellular locations. The method paves the way for characterizing the impact of post-transcriptional and post-translational modification on protein location and studies involving proteome-level locational changes on cellular perturbation. An interactive open-source resource is presented that enables exploration of these data.

The heterogeneity and complexity of glycosylation hinder the depth of site-specific glycoproteomics analysis. High-field asymmetric-waveform ion-mobility spectrometry (FAIMS) has shown to improve the scope of bottom-up proteomics. The benefits of FAIMS for quantitative N glycoproteomics have not been investigated yet. In this work, we optimized FAIMS settings for N-glycopeptide identification, with or without the tandem mass tag (TMT) label. The optimized FAIMS approach significantly increased the identification of site-specific N glycopeptides derived from the purified IgM protein or human lymphoma cells. We explored in detail the changes in FAIMS mobility caused by N glycopeptides with different characteristics, including TMT labeling, charge state, glycan type, peptide sequence, glycan size and precursor m/z. Importantly, FAIMS also improved multiplexed N glycopeptide quantification, both with the standard MS2 acquisition method and with our recently developed Glyco-SPS-MS3 method. The combination of FAIMS and Glyco-SPS-MS3 provided the highest quantitative accuracy and precision. Our results demonstrate the advantages of FAIMS for improved mass-spectrometry-based qualitative and quantitative N glycoproteomics.

Abstract tRNAs can exist in distinct isoforms because of different chemical modifications, which confounds attempts to accurately sequence individual tRNA species using next generation sequencing approaches or to quantify different RNA modifications at specific sites on a tRNA strand. Herein, we develop a mass spectrometric (MS) ladder complementation sequencing (MLC-Seq), allowing for direct and simultaneous sequencing of full-length tRNA molecules, including those with low abundance. MLC-seq is achieved by improved instrumentation, and advanced algorithms that identify each tRNA species and related isoforms in an RNA mixture, and assemble full MS ladders from partial ladders with missing ladder components. Using MLC-Seq, we successfully obtained the sequence of tRNA-Phe from yeast and tRNA-Glu from mouse hepatocytes, and simultaneously revealed new tRNA isoforms derived from nucleotide modifications. Importantly, MLC-Seq pinpointed the location and stoichiometry changes of RNA modifications in tRNA-Glu upon the treatment of dealkylated enzyme AlkB, which confirmed its known enzymatic activity and suggested previously unidentified effects in RNA editing.

Abstract Cross-linking mass spectrometry (XL-MS) is a universal tool for probing structural dynamics and protein-protein interactions in vitro and in vivo . Although cross-linked peptides are naturally less abundant than their unlinked counterparts, recent experimental advances improved cross-link identification by enriching the cross-linker modified peptides chemically with the use of enrichable cross-linkers. However, mono-links (i.e., peptides modified with a hydrolyzed cross-linker) still hinder efficient cross-link identification since a large proportion of measurement time is spent on their MS2 acquisition. Currently, cross-links and mono-links cannot be separated by sample preparation techniques or chromatography because they are chemically almost identical. Here, we found that based on the intensity ratios of four diagnostic peaks when using PhoX/tBu-PhoX cross-linkers, cross-links and mono-links can be partially distinguished. Harnessing their characteristic intensity ratios for real-time library search (RTLS)-based triggering of high-resolution MS2 scans increased the number of cross-link identifications from both single protein samples and intact E. coli cells. Specifically, RTLS improves cross-link identification from unenriched samples and short gradients, emphasizing its advantages in high-throughput approaches and when instrument time or sample amount is limited.

Abstract Bacterial cell surface glycoconjugates are critical for cell survival and for interactions between bacteria and their hosts. Consequently, the pathways responsible for their biosynthesis have untapped potential as therapeutic targets. The localization of many glycoconjugate biosynthesis enzymes to the membrane represents a significant challenge for expressing, purifying, and characterizing these enzymes. Here, we leverage cutting-edge methods to stabilize, purify, and structurally characterize WbaP, a phosphoglycosyl transferase (PGT) from Salmonella enterica (LT2) O-antigen biosynthesis without detergent solubilization from the lipid bilayer. From a functional perspective, these studies establish WbaP as a homodimer, reveal the structural elements responsible for oligomerization, shed light on the regulatory role of a domain of unknown function embedded within WbaP, and identify conserved structural motifs between PGTs and functionally unrelated UDP-sugar dehydratases. From a technological perspective, the strategy developed here is generalizable and provides a toolkit for studying small membrane proteins embedded in liponanoparticles beyond PGTs.

Abstract In cross-linking mass spectrometry, the depth and sensitivity is often limited by the low abundance of cross-links compared to non-cross-linked peptides in the digestion mixture. To improve the identification efficiency of low abundant cross-links, here we present a gas-phase separation strategy using high field asymmetric waveform ion mobility spectrometry (FAIMS) coupled to the Orbitrap Tribrid mass spectrometers. By enabling an additional peptide separation step in gas phase using the FAIMS device, we increase the number of cross-link identification by 23% for a medium complex sample and 56% for strong cation exchange-fractionated HEK293 cell lysate. Furthermore, we show that for medium complex samples, FAIMS enables the collection of single-shot cross-linking data with comparable depth to the corresponding sample fractionated by chromatography-based approaches. Altogether, we demonstrate FAIMS is highly beneficial for XL-MS studies by expanding the proteome coverage of cross-links while improving the efficiency and confidence of cross-link identification.

Abstract We developed a hydrogen/deuterium exchange workflow coupled to tandem mass spectrometry (HX-MS 2 ) that supports the acquisition of peptide fragment ions alongside their peptide precursors. The approach enables true auto-validation of HX data by mining a rich set of deuterated fragments, generated by collisional-induced dissociation (CID), to simultaneously confirm the peptide ID and authenticate MS 1 -based deuteration calculations. The high redundancy provided by the fragments supports a confidence assessment of deuterium calculations using a combinatorial strategy. The approach requires data-independent acquisition (DIA) methods that are available on most MS platforms, making the switch to HX-MS 2 straightforward. Importantly, we find that HX-DIA enables a proteomics-grade approach and wide-spread applications. Considerable time is saved through auto-validation and complex samples can now be characterized and at higher throughput. We illustrate these advantages in a drug binding analysis of the ultra-large protein kinase DNA-PKcs, isolated directly from mammalian cells.

While many 3D structures of cation-coupled transporters have been determined, the mechanistic details governing the obligatory coupling and functional regulations still remain elusive. The bacterial melibiose transporter (MelB) is a prototype of the Na+-coupled major facilitator superfamily transporters. With a conformational nanobody (Nb), we determined an inward-facing Na+-bound, low-sugar affinity cryoEM structure. It is the first structure of a major facilitator superfamily (MFS) transporter with experimentally determined cation binding, and also a structure mimicking the physiological regulatory state of MelB under the global regulator EIIAGlc of the glucose-specific phosphoenolpyruvate:phosphotransferase system. Collectively with the available outward-facing sugar-bound structures and a large body of functional analysis, we identified that only inner barrier that exists in the outward-facing conformation contributes to the sugar selectivity pocket. When the inner barrier is broken as shown in the inward-facing conformation, the sugar selectivity pocket is also broken, resulting in a decreased sugar-binding affinity by greater than 30-fold, which can facilitate the substrate release and accumulation intracellularly. The inner/outer barrier shifting directly regulates the sugar-binding affinity, with no effect on the cation binding as also suggested by molecular dynamics simulations. Furthermore, the use of the inward-facing conformation-specific Nb in combination with the hydron/deuterium exchange mass spectrometry allowed us to identify dynamic regions linked to the inner barrier-specific charged network and critical for the barrier switching mechanisms. The complementary results provided structural, dynamic, and regulatory insights into the mobile barrier mechanism for cation-coupled symport.

Recombinant expression of proteins, propelled by therapeutic antibodies, has evolved into a multi-billion-dollar industry. Essential here is quality control assessment of critical attributes such as sequence fidelity, proper folding, and post-translational modifications (PTMs). Errors can lead to diminished bioactivity and, in the context of therapeutic proteins, an elevated risk for immunogenicity. Over the years, many techniques were developed and applied to validate proteins in a standardized and high-throughput fashion. One parameter has, however, so far been challenging to assess. Disulfide bridges, covalent bonds linking two Cysteine residues, assist in the correct folding and stability of proteins and thus have a major influence on their efficacy. Mass spectrometry promises to be an optimal technique to uncover them in a fast and accurate fashion. In this work, we present a unique combination of sample preparation, data acquisition and analysis facilitating the rapid and accurate assessment of disulfide bridges in purified proteins. Through microwave-assisted acid hydrolysis (MAAH), the proteins are digested rapidly and artifact-free into peptides, with a substantial degree of overlap over the sequence. The nonspecific nature of this procedure, however, introduces chemical background which is efficiently removed by integrating ion mobility preceding the mass spectrometric measurement. The nonspecific nature of the digestion step additionally necessitates new developments in data analysis, for which we extended the XlinkX node in Proteome Discoverer (XlinkX/PD) to efficiently process the data and ensure correctness through effective false discovery rate correction. The entire workflow can be completed within one hour, allowing for high-throughput, high-accuracy disulfide mapping.