We performed label-free observation of molecular dynamics in apoptotic cells by Raman microscopy. Dynamic changes in cytochrome c distribution at the Raman band of 750 cm(-1) were observed after adding an apoptosis inducer to the cells. The comparison of mitochondria fluorescence images and Raman images of cytochrome c confirmed that changes in cytochrome c distribution can be distinguished as release of cytochrome c from mitochondria. Our observation also revealed that the redox state of cytochrome c was maintained during the release from the mitochondria. Monitoring mitochondrial membrane potential with JC-1 dye confirmed that the observed cytochrome c release was associated with apoptosis.

Alkyne has a unique Raman band that does not overlap with Raman scattering from any endogenous molecule in live cells. Here, we show that alkyne-tag Raman imaging (ATRI) is a promising approach for visualizing nonimmobilized small molecules in live cells. An examination of structure-Raman shift/intensity relationships revealed that alkynes conjugated to an aromatic ring and/or to a second alkyne (conjugated diynes) have strong Raman signals in the cellular silent region and can be excellent tags. Using these design guidelines, we synthesized and imaged a series of alkyne-tagged coenzyme Q (CoQ) analogues in live cells. Cellular concentrations of diyne-tagged CoQ analogues could be semiquantitatively estimated. Finally, simultaneous imaging of two small molecules, 5-ethynyl-2'-deoxyuridine (EdU) and a CoQ analogue, with distinct Raman tags was demonstrated.

Click-free imaging of the nuclear localization of an alkyne-tagged cell proliferation probe, EdU, in living cells was achieved for the first time by means of Raman microscopy. The alkyne tag shows an intense Raman band in a cellular Raman-silent region that is free of interference from endogenous molecules. This approach may eliminate the need for click reactions in the detection of alkyne-labeled molecules.

We demonstrate dynamic imaging of molecular distribution in unstained living cells using Raman scattering. By combining slit-scanning detection and optimizing the excitation wavelength, we imaged the dynamic molecular distributions of cytochrome c, protein beta sheets, and lipids in unstained HeLa cells with a temporal resolution of 3 minutes. We found that 532-nm excitation can be used to generate strong Raman scattering signals and to suppress autofluorescence that typically obscures Raman signals. With this technique, we reveal time-resolved distributions of cytochrome c and other biomolecules in living cells in the process of cytokinesis without the need for fluorescent labels or markers.

Dynamic SERS imaging inside a living cell is demonstrated with the use of a gold nanoparticle, which travels through the intracellular space to probe local molecular information over time. Simultaneous tracking of particle motion and SERS spectroscopy allows us to detect intracellular molecules at 65 nm spatial resolution and 50 ms temporal resolution, providing molecular maps of organelle transport and lisosomal accumulation. Multiplex spectral and trajectory imaging will enable imaging of specific dynamic biological functions such as membrane protein diffusion, nuclear entry, and rearrangement of cellular cytoskeleton.

Abstract Raman microscopy is an emerging molecular imaging technology, yet its signal-to-noise-ratio (SNR) in measurements of biological specimens is severely limited due to the small cross-section of Raman scattering. Here, we present Raman imaging techniques of cryofixed specimens to overcome SNR limitations by enabling long exposure of specimens under highly stabilized low-temperature conditions. The observation of frozen specimens in a cryostat at a constant low temperature immediately after rapid freezing enabled the improvement of SNR and significantly enhanced spatial and spectral resolution. We also confirmed that the cryofixation can preserve physicochemical states of specimens by observing alkyne-labeled coenzyme Q in cytosol and hemeproteins in acute ischemic myocardium, which cannot be done by fixation using chemical reagents. Finally, we applied the technique for multiplex Raman imaging of label-free endogenous molecules and alkyne-tagged molecules in cryofixed HeLa cells, demonstrating its capability of high-content imaging of complex biological phenomena while maintaining physiological conditions.

Abstract Adaptive optics is being applied widely to a range of microscopies in order to improve imaging quality in the presence of specimen-induced aberrations. We present here the first implementation of wavefront-sensorless adaptive optics for a laser-free, aperture correlation, spinning disk microscope. This widefield method provides confocal-like optical sectioning through use of a patterned disk in the illumination and detection paths. Like other high-resolution microscopes, its operation is compromised by aberrations due to refractive index mismatch and variations within the specimen. Correction of such aberrations shows improved signal level, contrast and resolution.

Abstract Chitosan-based nanocomposites have been studied in various fields, which urgently requires a more facile and efficient technique to fabricate nanoparticles with customized structures. In this study, Ag@methacrylamide chitosan/poly(ethylene glycol) diacrylate (Ag@MP) micropatterns are successfully fabricated by femtosecond laser maskless optical projection lithography (Fs-MOPL) for the first time. The formation mechanism of core-shell nanomaterial is demonstrated by the local surface plasmon resonances and the nucleation and growth theory. Amino and hydroxyl groups greatly affect the number of Ag@MP nanocomposites, which is further verified by replacing MCS with methacrylated bovine serum albumin (BSA) and hyaluronic acid methacryloyl, respectively. Besides, the performance of the surface-enhanced Raman scattering (SERS), cytotoxicity, cell proliferation and antibacterial were investigated on Ag@MP micropatterns. Therefore, the proposed protocol to prepare hydrogel core-shell micropattern by home-built Fs-MOPL technique is prospective for the potential applications in the biomedical and biotechnological fields, such as biosensors, cell imaging and antimicrobial.

Abstract We developed a technique to rapidly freeze biological systems during observation under an optical microscope, which allows for detailed optical observation at a precise time in the biological dynamics at high spatial resolution and quantifiability under low-temperature conditions. Our study further found that ion distributions and molecular conformations can be fixed in space and time, demonstrated by visualization of calcium waves rapid-frozen at an instant using fluorescent ion indicators. These results show that time-deterministic cryo-optical microscopy can suspend cellular dynamics while maintaining molecular and ionic states, allowing us to view cellular dynamics in a way that has not been possible before. One-Sentence Summary Rapid freezing of dynamic biological systems during optical observation presents time information to the fixed samples