The tremendous rate with which data is generated and analysis methods emerge makes it increasingly difficult to keep track of their domain of applicability, assumptions, and limitations and consequently, of the efficacy and precision with which they solve specific tasks. Therefore, there is an increasing need for benchmarks, and for the provision of infrastructure for continuous method evaluation. APAeval is an international community effort, organized by the RNA Society in 2021, to benchmark tools for the identification and quantification of the usage of alternative polyadenylation (APA) sites from short-read, bulk RNA-sequencing (RNA-seq) data. Here, we reviewed 17 tools and benchmarked eight on their ability to perform APA identification and quantification, using a comprehensive set of RNA-seq experiments comprising real, synthetic, and matched 3'-end sequencing data. To support continuous benchmarking, we have incorporated the results into the OpenEBench online platform, which allows for seamless extension of the set of methods, metrics, and challenges. We envisage that our analyses will assist researchers in selecting the appropriate tools for their studies. Furthermore, the containers and reproducible workflows generated in the course of this project can be seamlessly deployed and extended in the future to evaluate new methods or datasets.

The cell nucleus contains distinct biomolecular condensates that form at specific genetic loci, organize chromosomes in 3D space, and regulate RNA processing. Among these, Cajal bodies (CBs) require key “scaffolding” proteins for their assembly, which is not fully understood. Here, we employ proximity biotinylation, mass spectrometry, and functional screening to comprehensively identify and test the functions of CB components. We document 144 protein interactors of coilin, of which 70 were newly detected, and establish 25 players needed for CB assembly and/or maintenance. Surprisingly, the depletion of nine coilin interactors—mostly constituents of the 60S ribosome (RPLs)—increased CB number and caused subdomains defined by coilin and the survival motor neuron protein (SMN) to merge. These phenotypes were traceable to altered nuclear levels of dimethylarginine. Our data implicate RPL24 and other players in the regulation of CBs by modulating posttranslational modifications. Moreover, the prevalence of transcription factors among the identified components highlights roles for gene activity in CB assembly and nuclear positioning.

Polyadenylation controls mRNA biogenesis, nucleo-cytoplasmic export, translation and decay. These processes are interdependent and coordinately regulated by poly(A)-binding proteins (PABPs), yet how PABPs are themselves regulated is not fully understood. Here, we report the discovery that human nuclear PABPN1 is phosphorylated by mitotic kinases at four specific sites during mitosis, a time when nucleoplasm and cytoplasm mix. To understand the functional consequences of phosphorylation, we generated a panel of stable cell lines inducibly over-expressing PABPN1 with point mutations at these sites. Phospho-inhibitory mutations decreased cell proliferation, highlighting the importance of PABPN1 phosphorylation in cycling cells. Dynamic regulation of poly(A) tail length and RNA stability have emerged as important modes of gene regulation. We therefore employed long-read sequencing to determine how PABPN1 phospho-site mutants affected poly(A) tails lengths and TimeLapse-seq to monitor mRNA synthesis and decay. Widespread poly(A) tail lengthening was observed for phospho-inhibitory PABPN1 mutants. In contrast, expression of phospho-mimetic PABPN1 resulted in shorter poly(A) tails with increased non-A nucleotides, in addition to increased transcription and reduced stability of a distinct cohort of mRNAs. Taken together, PABPN1 phosphorylation remodels poly(A) tails and increases mRNA turnover, supporting the model that enhanced transcriptome dynamics reset gene expression programs across the cell cycle.

Abstract In bacteria, the key mechanism governing mutation, adaptation and survival upon DNA damage is the SOS response. Through autoproteolytic digestion triggered by single-stranded DNA caused by most antibiotics, the transcriptional repressor LexA controls over 50 SOS genes including DNA repair pathways and drivers of mutagenesis. Efforts to inhibit this response and thereby combat antibiotic resistance rely on a broad understanding of its behavior in vivo , which is still limited. Here, we develop a single-molecule localization microscopy assay to directly visualize LexA mobility in Escherichia coli and monitor the SOS response on the level of transcription factor activity. We identify four diffusive populations and monitor their temporal evolution upon ciprofloxacin-induced continuous DNA damage. With LexA mutants, we assign target bound, non-specifically DNA bound, freely diffusing and cleaved repressors. We develop a strategy to count LexA in fixed cells at different time points after antibiotic stress and combine the time-evolution of LexA sub-populations and the repressor’s overall abundance. Through fitting a detailed kinetic model we obtain in vivo synthesis, cleavage and binding rates and determined that the regulatory feedback system reaches a new equilibrium in ∼100 min. LexA concentrations showed non-constant heterogeneity during SOS response and designate LexA expression, and thereby regulation of downstream SOS proteins, as drivers of evolutionary adaptation. Even under low antibiotic stress, we observed a strong SOS response on the LexA level, suggestion that small amounts of antibiotics can trigger adaptation in E. coli.