Abstract Vitamin C (vitC) enhances the activity of 2-oxoglutarate-dependent dioxygenases, including TET enzymes, which catalyse DNA demethylation, and Jumonji-domain histone demethylases. The epigenetic remodelling promoted by vitC improves the efficiency of induced pluripotent stem cell derivation, and is required to attain a ground-state of pluripotency in embryonic stem cells (ESCs) that closely mimics the inner cell mass of the early blastocyst. However, genome-wide DNA and histone demethylation can lead to upregulation of transposable elements (TEs), and it is not known how vitC addition in culture media affects TE expression in pluripotent stem cells. Here we show that vitC increases the expression of evolutionarily young LINE-1 (L1) elements in mouse ESCs. We find that TET activity is dispensable for these effects, and that instead L1 upregulation occurs largely as a result of H3K9me3 loss mediated by KDM4A/C histone demethylases. Despite increased L1 levels, we did not detect increased somatic insertion rates in vitC-treated cells. Notably, treatment of human ESCs with vitC also increases L1 protein levels, which could impact the genetic and epigenetic stability of human pluripotent stem cells.

ABSTRACT Despite a vast expansion in the availability of epigenomic data, our knowledge of the chromatin landscape at interspersed repeats remains highly limited by difficulties in mapping short-read sequencing data to these regions. In particular, little is known about the locus-specific regulation of evolutionarily young transposable elements (TEs), which have been implicated in genome stability, gene regulation and innate immunity in a variety of developmental and disease contexts. Here we propose an approach for generating locus-specific protein-DNA binding profiles at interspersed repeats, which leverages information on the spatial proximity between repetitive and non-repetitive genomic regions. We demonstrate that the combination of HiChIP and a newly developed mapping tool (PAtChER) yields accurate protein enrichment profiles at individual repetitive loci. Using this approach, we reveal previously unappreciated variation in the epigenetic profiles of young TE loci in mouse and human cells. Insights gained using our method will be invaluable for dissecting the molecular determinants of TE regulation and their impact on the genome.

Background: Endogenous retroviruses (ERVs), which are responsible for 10% of spontaneous mouse mutations, are kept under control via several epigenetic mechanisms. The H3K9 histone methyltransferase SETDB1 is essential for ERV repression in embryonic stem cells (ESCs), with DNA methylation also playing an important role. It has been suggested that SETDB1 protects ERVs from TET-dependent DNA demethylation, but the relevance of this mechanism for ERV expression remains unclear. Moreover, previous studies have been performed in primed ESCs, which are not epigenetically or transcriptionally representative of preimplantation embryos. Results: We used naïve ESCs to investigate the role of SETDB1 in ERV regulation and, in particular, its relationship with TET-mediated DNA demethylation. Naïve ESCs show an increased dependency on SETDB1 for ERV silencing when compared to primed ESCs, including at the highly mutagenic intracisternal A particles (IAPs). We found that, in the absence of SETDB1, TET2 activates IAP elements in a catalytic-dependent manner. Surprisingly, however, TET2 does not drive changes in DNA methylation levels at IAPs, suggesting that it regulates these transposons indirectly. Instead, SETDB1 depletion leads to a TET2-dependent loss of H4R3me2s, which is indispensable for IAP silencing during epigenetic reprogramming. Conclusions: Our results demonstrate a novel and unexpected role for SETDB1 in protecting IAPs from TET2-dependent histone arginine demethylation.

Significant progress has been made in recent years in the development of techniques for Next Generation Sequencing (NGS), or Massively Parallel Sequencing (MPS), of forensically relevant short tandem repeat (STR) loci. However, as these technologies are investigated and adopted by forensic laboratories, new challenges unfold that require further scrutiny. In the analysis of DNA profiles generated using the MiSeq FGx sequencing system, we have observed noise sequences with relatively high readcounts that are challenging to distinguish from genuine alleles. These high read count noise sequences appear as allele sequences with one or a few substituted bases compared to a known allele sequence within the profile. An examination of ForenSeq DNA Signature Prep Kit STR noise sequences revealed that the substituted base of a parent allele can align to the same position on the sequence across noise sequences. This suggests that these substitution events occur at specific positions within the amplicon, resulting in multiple noise reads with substitutions at the same position. Mapping of the noise events onto the original raw read positions revealed a high number of events, or "noise spikes", occurring at specific positions within a given sequencing run. These noise spikes affected reads across the entire run, agnostic of locus or sample, while the position, occurrence, and amplitude of the spikes differed across runs. The majority of noise sequences with high read counts in a DNA profile were generated from base changes at these spike positions, and could be classified as "noise spike artefacts". In this paper we present evidence of the noise spike artefacts and their genesis during the sequencing process in the sequencing-by-synthesis (SBS) cycles, as well as the methods developed to detect them. The information and methods will assist laboratories with detecting noise spikes in MiSeq FGx sequencing runs, differentiating authentic allele sequences from noise spike artefacts, and developing protocols for analyst review and handling of MiSeq FGx data.