Distinguishing Epigenetic Marks Methylation of the cytosine base in eukaryotic DNA (5mC) is an important epigenetic mark involved in gene silencing and genome stability. Methylated cytosine can be enzymatically oxidized to 5-hydroxymethylcytosine (5hmC), which may function as a distinct epigenetic mark—possibly involved in pluripotency—and it may also be an intermediate in active DNA demethylation. To be able to detect 5hmC genome-wide and at single-base resolution, Booth et al. (p. 934 , published online 26 April) developed a 5hmC sequencing chemistry that selectively oxidizes 5hmC to 5-formylcytosine and then to uracil while leaving 5mC unchanged. Using this method, mouse embryonic stem cell genomic DNA was sequenced to reveal that 5hmC is found enriched at intragenic CpG islands and long interspersed nuclear element–1 retrotransposons.

After mitosis, mammalian chromosomes partially decondense to occupy distinct territories in the cell nucleus. Current models propose that territories are separated by an interchromatin domain, rich in soluble nuclear machinery, where only rare interchromosomal interactions can occur via extended chromatin loops. In contrast, recent evidence for chromatin mobility and high frequency of chromosome translocations are consistent with significant levels of chromosome intermingling, with important consequences for genome function and stability. Here we use a novel high-resolution in situ hybridization procedure that preserves chromatin nanostructure to show that chromosome territories intermingle significantly in the nucleus of human cells. The degree of intermingling between specific chromosome pairs in human lymphocytes correlates with the frequency of chromosome translocations in the same cell type, implying that double-strand breaks formed within areas of intermingling are more likely to participate in interchromosomal rearrangements. The presence of transcription factories in regions of intermingling and the effect of transcription impairment on the interactions between chromosomes shows that transcription-dependent interchromosomal associations shape chromosome organization in mammalian cells. These findings suggest that local chromatin conformation and gene transcription influence the extent with which chromosomes interact and affect their overall properties, with direct consequences for cell-type specific genome stability.

The organization of the genome in the nucleus and the interactions of genes with their regulatory elements are key features of transcriptional control and their disruption can cause disease. Here we report a genome-wide method, genome architecture mapping (GAM), for measuring chromatin contacts and other features of three-dimensional chromatin topology on the basis of sequencing DNA from a large collection of thin nuclear sections. We apply GAM to mouse embryonic stem cells and identify enrichment for specific interactions between active genes and enhancers across very large genomic distances using a mathematical model termed SLICE (statistical inference of co-segregation). GAM also reveals an abundance of three-way contacts across the genome, especially between regions that are highly transcribed or contain super-enhancers, providing a level of insight into genome architecture that, owing to the technical limitations of current technologies, has previously remained unattainable. Furthermore, GAM highlights a role for gene-expression-specific contacts in organizing the genome in mammalian nuclei. A technique called genome architecture mapping (GAM) involves sequencing DNA from a large number of thin nuclear cryosections to develop a map of genome organization without the limitations of existing 3C-based methods. Our understanding of the three-dimensional organization of the genome in the nucleus has improved dramatically as a result of both developments in microscopy and molecular methods based on chromatin conformation capture (3C). Here, Ana Pombo and colleagues present a novel method of measuring chromatin contacts, called genome architecture mapping (GAM). GAM involves sequencing DNA from a large collection of thin nuclear cryosections and, unlike 3C methods, does not require ligation to capture contacts in an unbiased manner. It overcomes some of the limitations of 3C-based methods and reveals abundant three-way contacts across the genome.

Genome-wide erasure of DNA methylation takes place in primordial germ cells (PGCs) and early embryos and is linked with pluripotency. Inhibition of Erk1/2 and Gsk3β signaling in mouse embryonic stem cells (ESCs) by small-molecule inhibitors (called 2i) has recently been shown to induce hypomethylation. We show by whole-genome bisulphite sequencing that 2i induces rapid and genome-wide demethylation on a scale and pattern similar to that in migratory PGCs and early embryos. Major satellites, intracisternal A particles (IAPs), and imprinted genes remain relatively resistant to erasure. Demethylation involves oxidation of 5-methylcytosine (5mC) to 5-hydroxymethylcytosine (5hmC), impaired maintenance of 5mC and 5hmC, and repression of the de novo methyltransferases (Dnmt3a and Dnmt3b) and Dnmt3L. We identify a Prdm14- and Nanog-binding cis-acting regulatory region in Dnmt3b that is highly responsive to signaling. These insights provide a framework for understanding how signaling pathways regulate reprogramming to an epigenetic ground state of pluripotency.

The enzymatic control of the setting and maintenance of symmetric and non-symmetric DNA methylation patterns in a particular genome context is not well understood. Here, we describe a comprehensive analysis of DNA methylation patterns generated by high resolution sequencing of hairpin-bisulfite amplicons of selected single copy genes and repetitive elements (LINE1, B1, IAP-LTR-retrotransposons, and major satellites). The analysis unambiguously identifies a substantial amount of regional incomplete methylation maintenance, i.e. hemimethylated CpG positions, with variant degrees among cell types. Moreover, non-CpG cytosine methylation is confined to ESCs and exclusively catalysed by Dnmt3a and Dnmt3b. This sequence position–, cell type–, and region-dependent non-CpG methylation is strongly linked to neighboring CpG methylation and requires the presence of Dnmt3L. The generation of a comprehensive data set of 146,000 CpG dyads was used to apply and develop parameter estimated hidden Markov models (HMM) to calculate the relative contribution of DNA methyltransferases (Dnmts) for de novo and maintenance DNA methylation. The comparative modelling included wild-type ESCs and mutant ESCs deficient for Dnmt1, Dnmt3a, Dnmt3b, or Dnmt3a/3b, respectively. The HMM analysis identifies a considerable de novo methylation activity for Dnmt1 at certain repetitive elements and single copy sequences. Dnmt3a and Dnmt3b contribute de novo function. However, both enzymes are also essential to maintain symmetrical CpG methylation at distinct repetitive and single copy sequences in ESCs.

Abstract Acute myeloid leukemia (AML) is a highly aggressive hematopoietic malignancy, defined by a series of genetic and epigenetic alterations, which result in deregulation of transcriptional networks. One understudied but important source of transcriptional regulators are transposable elements (TEs), which are widespread throughout the human genome. Aberrant usage of these sequences could therefore contribute to oncogenic transcriptional circuits. However, the regulatory influence of TEs and their links to disease pathogenesis remain unexplored in AML. Using epigenomic data from AML primary samples and leukemia cell lines, we identified six endogenous retrovirus (ERV) families with AML-associated enhancer chromatin signatures that are enriched in binding of key regulators of hematopoiesis and AML pathogenesis. Using both CRISPR-mediated locus-specific genetic editing and simultaneous epigenetic silencing of multiple ERVs, we demonstrate that ERV deregulation directly alters the expression of adjacent genes in AML. Strikingly, deletion or epigenetic silencing of an ERV-derived enhancer suppressed cell growth by inducing apoptosis in leukemia cell lines. Our work reveals that ERVs are a previously unappreciated source of AML enhancers that have the potential to play key roles in leukemogenesis. We suggest that ERV activation provides an additional layer of gene regulation in AML that may be exploited by cancer cells to help drive tumour heterogeneity and evolution.

ABSTRACT Several studies have shown a role for Stag proteins in cell identity. Our understanding of how Stag proteins contribute to cell identity have largely been focused on its roles in chromosome topology as part of the cohesin complex and the impact on protein-coding gene expression. Furthermore, several Stag paralogs exist in mammalian cells with non-reciprocal chromosome structure and cohesion functions. Why cells have so many Stag proteins and what specific functions each Stag protein performs to support a given cell state are poorly understood. Here we reveal that Stag1 is the dominant paralog in mouse embryonic stem cells (mESC) and is required for pluripotency. Through the discovery of diverse, naturally occurring Stag1 isoforms in mESCs, we shed new light not only on the unique ends of Stag1 but also the critical role that their levels play in stem cell identity. Furthermore, we revel a new role for Stag1, and specifically its unique N-terminal end, in regulating nucleolar integrity and safeguarding mESCs from totipotency. Stag1 is localised to repressive perinucleolar regions, bound at repeats and interacts with Nucleolin and TRIM28. Loss of the Stag1 N-terminus, leads to decreased LINE-1 and rRNA expression and disruption of nucleolar structure and function which consequently leads to activation of the two-cell-like (2C-LC)-specific transcription factor DUX and conversion of pluripotent mESCs to totipotent 2C-LCs. Our results move beyond protein-coding gene regulation via chromatin loops into a new role for Stag1 in repeat regulation and nucleolar structure, and offer fresh perspectives on how Stag proteins contribute to cell identity and disease.

Abstract Mammalian genomes harbour a large number of transposable elements (TEs) and their remnants. Many epigenetic repression mechanisms are known to silence TE transcription. However, TEs are upregulated during early development, neuronal lineage, and cancers, although the epigenetic factors contributing to the transcription of TEs have yet to be fully elucidated. Here we demonstrated that the male-specific lethal (MSL) complex mediated acetylation of histone H4 lysine 16 (H4K16ac) activates transcription of long interspersed nuclear elements (LINE1, L1) and long terminal repeats (LTRs). Furthermore, we show that the H4K16ac marked L1 and LTR subfamilies function as enhancers and are enriched with chromatin features associated with active enhancers and looping factors. L1 and LTRs enriched with histone acetylations are bound by chromatin looping factors and these regions loop with genes. CRISPR-based epigenetic perturbation and genetic deletion of L1s reveal that H4K16ac marked L1s and LTRs regulate the expression of genes in cis. Overall, TEs enriched with H4K16ac contribute to the cis-regulatory landscape of a significant portion of the mammalian genome by maintaining an active chromatin landscape at TEs. One Sentence Summary H4K16ac activates LINE1 and ERV/LTR transcription and rewires the cis-regulatory landscape of a significant portion of the mammalian genome by increasing the transcriptional activity at TEs.

Abstract Vitamin C (vitC) enhances the activity of 2-oxoglutarate-dependent dioxygenases, including TET enzymes, which catalyse DNA demethylation, and Jumonji-domain histone demethylases. The epigenetic remodelling promoted by vitC improves the efficiency of induced pluripotent stem cell derivation, and is required to attain a ground-state of pluripotency in embryonic stem cells (ESCs) that closely mimics the inner cell mass of the early blastocyst. However, genome-wide DNA and histone demethylation can lead to upregulation of transposable elements (TEs), and it is not known how vitC addition in culture media affects TE expression in pluripotent stem cells. Here we show that vitC increases the expression of evolutionarily young LINE-1 (L1) elements in mouse ESCs. We find that TET activity is dispensable for these effects, and that instead L1 upregulation occurs largely as a result of H3K9me3 loss mediated by KDM4A/C histone demethylases. Despite increased L1 levels, we did not detect increased somatic insertion rates in vitC-treated cells. Notably, treatment of human ESCs with vitC also increases L1 protein levels, which could impact the genetic and epigenetic stability of human pluripotent stem cells.

ABSTRACT Despite a vast expansion in the availability of epigenomic data, our knowledge of the chromatin landscape at interspersed repeats remains highly limited by difficulties in mapping short-read sequencing data to these regions. In particular, little is known about the locus-specific regulation of evolutionarily young transposable elements (TEs), which have been implicated in genome stability, gene regulation and innate immunity in a variety of developmental and disease contexts. Here we propose an approach for generating locus-specific protein-DNA binding profiles at interspersed repeats, which leverages information on the spatial proximity between repetitive and non-repetitive genomic regions. We demonstrate that the combination of HiChIP and a newly developed mapping tool (PAtChER) yields accurate protein enrichment profiles at individual repetitive loci. Using this approach, we reveal previously unappreciated variation in the epigenetic profiles of young TE loci in mouse and human cells. Insights gained using our method will be invaluable for dissecting the molecular determinants of TE regulation and their impact on the genome.