Summary Neuronal remodeling generates an enormous amount of cellular debris, which is cleared from the nervous system by glia. At the larva-to-adult transition, Drosophila astrocytes transform into phagocytes and engulf degenerating larval synapses, axonal and dendritic debris. Here we show Tweek, a member of the bridge-like lipid transfer protein family, is upregulated in astrocytes as they ramp up their phagocytic function early in metamorphosis, and is essential for internalization and degradation of neuronal debris. Tweek forms a bridge between the endoplasmic reticulum (ER) and plasma membrane (PM), and loss of Tweek disrupts ER-PM contact formation and membrane lipid distribution. Patient-identified mutations in the human homolog associated with Alkuraya-Kucinskas syndrome resulted in similar defects in neuronal remodeling, indicating these are loss of function mutations. We propose Tweek helps establish and maintain ER-PM contacts during astrocyte phagocytic function and drives bulk lipid transfer to the plasma membrane for continued efficient internalization and degradation of neuronal debris.

Abstract Neuronal remodeling is extensive and mechanistically diverse across the nervous systems of complex metazoans. To explore circuit refinement mechanisms, we screened for new neuronal subtypes in the Drosophila nervous system that undergo remodeling early in metamorphosis. We find Beat-Va M neurons elaborate a highly branched neurite network during larval stages that undergoes local neurite pruning during early metamorphosis. Surprisingly, Beat-Va M neurons remodel their branches despite blockade of steroid hormone signaling and instead depend on signaling from astrocytes to activate pruning. We show Beat-Va L neurons undergo steroid hormone-dependent cell death in posterior but not anterior abdominal segments. Correct activation of apoptotic cell death relies on segment-specific expression of the hox gene Abd-B , which is capable of activating cell death in any Beat-Va L neuron. Our work provides new model cells in which to study neuronal remodeling, highlights an important role for astrocytes in activating local pruning in Drosophila independent of steroid signaling, and defines a Hox gene-mediated mechanism for segment-specific cell elimination. Summary Lehmann et al. characterize two new populations of neurons that undergo remodeling during Drosophila metamorphosis. Beat-Va M neurons undergo drastic neurite pruning that is largely independent of ecdysone signaling and instead is driven by astrocytes. Beat-Va L neurons undergo Abd-B mediated, caspase driven cell death in a segmentally restricted manner.

Abstract Drosophila is a powerful model in which to perform genetic screens, but screening assays that are both rapid and can be used to examine a wide variety of cellular and molecular pathways are limited. Drosophila offer an extensive toolbox of GFP-based transcriptional reporters, GFP-tagged proteins, and driver lines which can be used to express GFP in numerous subpopulations of cells. Thus, a tool that can rapidly and quantitatively evaluate GFP levels in Drosophila tissue would provide a broadly applicable screening platform. To quantify GFP levels from Drosophila lysates, we developed a GFP-based ELISA assay. We demonstrate that this assay can detect membrane localized GFP in a variety of neuronal and glial cell populations and validate that it can identify genes that change the morphology of these cells. This assay was also able to detect STAT transcriptional activity after injury. We found that this assay can detect endogenously GFP-tagged proteins, including Draper and Cryptochrome, and it is able to report developmental and circadian changes in the expression of these proteins. Finally, we validated that the assay can be used to detect changes in synapse elimination upon genetic manipulation of astrocytes. We then used the assay to perform a small-scale screen, which identified Syntaxins as novel regulators of astrocyte-mediated synapse elimination. Together, these studies establish an ELISA as a rapid, easy and quantitative in vivo screening method to assay a wide breadth of fundamental questions in neurobiology. Significance Statement Forward genetic screens in Drosophila have played an integral role in elucidating the cellular and molecular pathways that govern almost every facet of biology. However, current screening methods in Drosophila are either fast, but limited in their specificity for particular pathways or processes, or rely on imaging, which requires substantial expertise, time, and cost. We have developed a rapid GFP-based ELISA screening method that, when paired with the wealth of GFP-based genetic tools already available in Drosophila , can be used to screen for regulators of many subpopulations of cells, transcriptional programs and levels of thousands of different proteins. Using this assay, we have identified a novel family of genes required for astrocytes to mediate developmental synapse elimination. This technique provides a screening platform that is fast, accessible, and broadly applicable to many pathways and processes, making Drosophila an even more powerful screening tool.

Abstract Bridge-like lipid transport proteins (BLTPs) are an evolutionarily conserved family of proteins that localize to membrane contact sites and are thought to mediate the bulk transfer of lipids from a donor membrane, typically the endoplasmic reticulum (ER), to an acceptor membrane, such as a that of the cell or an organelle 1 . Despite the fundamental importance of BLTPs for cellular function, the architecture, composition, and lipid transfer mechanisms remain poorly characterized. Here, we present the subunit composition and the cryo-electron microscopy structure of the native LPD-3 BLTP complex isolated from transgenic C. elegans . LPD-3 folds into an elongated, rod-shaped tunnel whose interior is filled with ordered lipid molecules that are coordinated by a track of ionizable residues that line one side of the tunnel. LPD-3 forms a complex with two previously uncharacterized proteins, here named “Intake” and “Spigot”, both of which interact with the N-terminal end of LPD-3 where lipids enter the tunnel. Intake has three transmembrane helices, one of which borders the entrance to the tunnel; Spigot has one transmembrane helix and extends 80 Å along the cytosolic surface of LPD-3. Experiments in multiple model systems indicate that Spigot plays a conserved role in ER-PM contact site formation. Our LPD-3 complex structural data, together with molecular dynamics simulations of the transmembrane region in a lipid bilayer, reveal protein-lipid interactions that suggest a model for how the native LPD-3-complex mediates bulk lipid transport and provide a foundation for mechanistic studies of BLTPs.

Developmental neuronal remodeling is extensive and mechanistically diverse across the nervous system. We sought to identify Drosophila pupal neurons that underwent mechanistically new types of neuronal remodeling and describe remodeling Beat-VaM and Beat-VaL neurons. We show that Beat-VaM neurons produce highly branched neurites in the CNS during larval stages that undergo extensive local pruning. Surprisingly, although the ecdysone receptor (EcR) is essential for pruning in all other cell types studied, Beat-VaM neurons remodel their branches extensively despite cell autonomous blockade EcR or caspase signaling. Proper execution of local remodeling in Beat-VaM neurons instead depends on extrinsic signaling from astrocytes converging with intrinsic and less dominant EcR-regulated mechanisms. In contrast, Beat-VaL neurons undergo steroid hormone-dependent, apoptotic cell death, which we show relies on the segment-specific expression of the Hox gene Abd-B. Our work provides new cell types in which to study neuronal remodeling, highlights an important role for astrocytes in activating local pruning in Drosophila independent of steroid signaling, and defines a Hox gene-mediated mechanism for segment-specific cell elimination.