ABSTRACT The field of antibiotic drug discovery and the monitoring of new antibiotic resistance elements have yet to fully exploit the power of the genome revolution. Despite the fact that the first genomes sequenced of free living organisms were those of bacteria, there have been few specialized bioinformatic tools developed to mine the growing amount of genomic data associated with pathogens. In particular, there are few tools to study the genetics and genomics of antibiotic resistance and how it impacts bacterial populations, ecology, and the clinic. We have initiated development of such tools in the form of the Comprehensive Antibiotic Research Database (CARD; http://arpcard.mcmaster.ca ). The CARD integrates disparate molecular and sequence data, provides a unique organizing principle in the form of the Antibiotic Resistance Ontology (ARO), and can quickly identify putative antibiotic resistance genes in new unannotated genome sequences. This unique platform provides an informatic tool that bridges antibiotic resistance concerns in health care, agriculture, and the environment.

Mechanistic insights into the role of the human microbiome in the predisposition to and treatment of disease are limited by the lack of methods to precisely add or remove microbial strains or genes from complex communities. Here, we demonstrate that engineered bacteriophage M13 can be used to deliver DNA to Escherichia coli within the mouse gastrointestinal (GI) tract. Delivery of a programmable exogenous CRISPR-Cas9 system enabled the strain-specific depletion of fluorescently marked isogenic strains during competitive colonization and genomic deletions that encompass the target gene in mice colonized with a single strain. Multiple mechanisms enabled E. coli to escape targeting, including loss of the CRISPR array or even the entire CRISPR-Cas9 system. These results provide a robust and experimentally tractable platform for microbiome editing, a foundation for the refinement of this approach to increase targeting efficiency, and a proof-of-concept for the extension to other phage-bacterial pairs of interest.

Microbiome surveys indicate that pharmaceuticals are the top predictor of inter-individual variations in gut microbial community structure, consistent with in vitro evidence that non-antibiotic (i.e. host-targeted) drugs inhibit gut bacterial growth and are subject to extensive metabolism by the gut microbiome. In oncology, bacterial metabolism has been implicated in both drug efficacy and toxicity; however, the degree to which bacterial sensitivity and metabolism can be driven by conserved pathways also found in mammalian cells remains poorly understood. Here, we show that anticancer fluoropyrimidine drugs broadly inhibit the growth of diverse gut bacterial strains. Media supplementation, transcriptional profiling (RNA-seq), and bacterial genetics implicated pyrimidine metabolism as a key target in bacteria, as in mammalian cells. Drug resistant bacteria metabolized 5FU to its inactive metabolite dihydrofluorouracil (DHFU) mimicking the major host pathway for drug clearance. Functional orthologs of the bacterial operon responsible (preTA) are widespread across human gut bacteria from the Firmicutes and Proteobacteria phyla. The observed conservation of both the targets and pathways for metabolism of therapeutics across domains highlights the need to distinguish the relative contributions of human and microbial cells to drug disposition, efficacy, and side effect profiles.

Abstract Dose-limiting toxicities remain a major barrier to drug development and therapy, revealing the limited predictive power of human genetics. Herein, we demonstrate the utility of a more comprehensive approach to studying drug toxicity through longitudinal study of the human gut microbiome during colorectal cancer (CRC) treatment ( NCT04054908 ) coupled to cell culture and mouse experiments. 16S rRNA gene and metagenomic sequencing revealed significant shifts in gut microbial community structure during treatment with oral fluoropyrimidines, which was validated in an independent cohort. Gene abundance was also markedly changed by oral fluoropyrimidines, including an enrichment for the preTA operon, which is sufficient for the inactivation of active metabolite 5-fluorouracil (5-FU). Higher levels of preTA led to increased 5-FU depletion by the gut microbiota grown ex vivo . Germ-free and antibiotic-treated mice had increased fluoropyrimidine toxicity, which was rescued by colonization with the mouse gut microbiota, preTA + E. coli , or CRC patient stool with high preTA levels. preTA abundance was negatively associated with patient toxicities. Together, these data support a causal, clinically relevant interaction between a human gut bacterial operon and the dose-limiting side effects of cancer treatment. Our approach is generalizable to other drugs, including cancer immunotherapies, and provides valuable insights into host-microbiome interactions in the context of disease. One Sentence Summary Gut microbial enzymes can be used to predict and prevent anticancer drug toxicity.

ABSTRACT The microbiome is an underappreciated contributor to intestinal drug metabolism with broad implications for drug efficacy and toxicity. While considerable progress has been made towards identifying the gut bacterial genes and enzymes involved, the role of environmental factors in shaping their activity remains poorly understood. Here, we focus on the gut bacterial reduction of azo bonds (R-N=N-R’), found in diverse chemicals in both food and drugs. Surprisingly, the canonical azoR gene in Escherichia coli was dispensable for azo bond reduction. Instead, azo reductase activity was controlled by the fumarate and nitrate reduction ( fnr ) regulator, consistent with a requirement for the anoxic conditions found within the gastrointestinal tract. Paired transcriptomic and proteomic analysis of the fnr regulon revealed that in addition to altering the expression of multiple reductases, FNR is necessary for the metabolism of L-Cysteine to hydrogen sulfide, enabling the degradation of azo bonds. Taken together, these results show how gut bacteria sense and respond to their intestinal environment to enable the metabolism of chemical motifs found in both dietary and pharmaceutical compounds. IMPORTANCE This work has broad relevance due to the ubiquity of dyes containing azo bonds in food and drugs. We report that azo dyes can be degraded by human gut bacteria through both enzymatic and non-enzymatic mechanisms, even from a single gut bacterial species. Furthermore, we revealed that environmental factors, oxygen and cysteine, control the ability of E. coli to degrade azo dyes due to their impacts on bacterial transcription and metabolism. These results open up new opportunities to manipulate the azoreductase activity of the gut microbiome through the manipulation of host diet, suggest that azoreductase potential may be altered in patients suffering from gastrointestinal disease, and highlight the importance of studying bacterial enzymes for drug metabolism in their natural cellular and ecological context.

Plant-derived lignans, consumed daily by most individuals, are inversely associated with breast cancer; however, their bioactivity is only exerted following gut bacterial conversion to enterolignans. Here, we dissect a four-species bacterial consortium sufficient for all four chemical reactions in this pathway. Comparative genomics and heterologous expression experiments identified the first enzyme in the pathway. Transcriptional profiling (RNAseq) independently identified the same gene and linked a single genomic locus to each of the remaining biotransformations. Remarkably, we detected the complete bacterial lignan metabolism pathway in the majority of human gut microbiomes. Together, these results are an important step towards a molecular genetic understanding of the gut bacterial bioactivation of lignans and other plant secondary metabolites to downstream metabolites relevant to human disease.

Food and drugs contain diverse small molecule additives (excipients) with unclear impacts on human physiology. Here, we evaluate their potential impact on intestinal absorption, screening 136 unique compounds for inhibition of the key transporter OATP2B1. We identified and validated 24 potent OATP2B1 transport inhibitors, characterized by higher molecular weight and hydrophobicity compared to poor or non-inhibitors. OATP2B1 inhibitors were also enriched for dyes, including 8 azo (R−N=N−R′) dyes. Pharmacokinetic studies in mice confirmed that FD&C Red No. 40, a common azo dye excipient, inhibited drug absorption; however, the human gut microbiome inactivated azo dye excipients, producing metabolites that no longer inhibit OATP2B1 transport. These results support a beneficial role for the microbiome in limiting the unintended effects of food and drug additives in the intestine.