Abstract Cryo-FIB/SEM combined with cryo-ET has emerged from within the field of cryo-EM as the method for obtaining the highest resolution structural information of complex biological samples in-situ in native and non-native environments. However, challenges remain in conventional cryo-FIB/SEM workflows, including milling thick specimens that do not vitrify well, specimens with preferred orientation, low-throughput when milling small and/or low concentration specimens, and cellular specimens that distribute poorly across grid squares. Here we present a general approach we call the ‘Waffle Method’ which leverages high-pressure freezing to address these challenges. We illustrate the mitigation of these challenges by applying the Waffle Method and cryo-ET to reveal the macrostructure of the polar tube in microsporidian spores in multiple complementary orientations, which was previously not possible due to preferred orientation of the spores on the grid. We demonstrate the broadness of the Waffle Method by applying it to three additional cellular samples and a single particle sample using a variety of cryo-FIB-milling hardware, with both manual and automated approaches. We also present a unique and critical stress-relief gap designed specifically for waffled lamellae. Additionally, we describe applications of the Waffle Method which are currently being explored. We propose the Waffle Method as a way to achieve many of the advantages of cryo-liftout on the specimen grid while avoiding the long, challenging, and technically-demanding process required for cryo-liftout.

Abstract We present an approach for preparing cryoEM grids to study short-lived molecular states. Using piezo electric dispensing, two independent streams of ~50 pL sample drops are deposited within 10 ms of each other onto a nanowire EM grid surface, and the mixing reaction stops when the grid is vitrified in liquid ethane, on the order of ~100 ms later. We demonstrate the utility of this approach for four biological systems where short-lived states are of high interest.

Cryo electron microscopy facilities running multiple instruments and serving users with varying skill levels need a robust and reliable method for benchmarking both the hardware and software components of their single particle analysis workflow. The workflow is complex, with many bottlenecks existing at the specimen preparation, data collection and image analysis steps; the samples and grid preparation can be of unpredictable quality, there are many different protocols for microscope and camera settings, and there is a myriad of software programs for analysis that can depend on dozens of settings chosen by the user. For this reason, we believe it is important to benchmark the entire workflow, using a standard sample and standard operating procedures, on a regular basis. This provides confidence that all aspects of the pipeline are capable of producing maps to high resolution. Here we describe benchmarking procedures using a test sample, rabbit muscle aldolase.

Abstract With the global rise of antimicrobial resistance, phage therapy is increasingly re-gaining traction as a strategy to treat bacterial infections. For phage therapy to be successful however, we first need to isolate appropriate candidate phages for both clinical and experimental research . Acinetobacter baumannii is an opportunistic pathogen known for its ability to rapidly evolve resistance to antibiotics, making it a prime target for phage therapy. Yet phage isolation is often hampered by A. baumannii ’s ability to rapidly switch between capsular states. Here, we report the discovery and structural characterisation of a novel lytic phage, Mystique. This phage was initially isolated against the wild-type AB5075: a commonly used clinical model strain against which no phage has previously been readily available for the capsulated form. When screening Mystique on 103 highly diverse isolates of A. baumannii , we found that it has a broad host range, being able to infect 85.4% of all tested strains when tested on bacterial lawns – a host range which expanded to 91.3% when tested in liquid culture. This variation between solid and liquid environments on phage infectivity was also observed for several other phages in our collection that were assumed unable to infect AB5075, and capsule negative mutants that initially seemed completely resistant to Mystique proved susceptible when assayed in liquid. Overall, through the discovery of a novel phage we demonstrate how environmental differences can drastically impact phage infectivity with important consequences for phage isolation and characterisation efforts. Author summary Bacterial infections caused by Acinetobacter baumannii are a major global health concern due to high antibiotic resistance, earning it a critical priority pathogen ranking by the WHO. Phage therapy is resurging as a treatment option, with some success against A. baumannii . However, the wild-type clinical model strain used to assess new therapies lacks an available phage, and isolating phages for A. baumannii is challenging due to its complex capsule. Here, we report the discovery of a novel lytic phage, Mystique, which exhibits a broad host range, infecting 94 out of 103 tested A. baumannii strains. We conducted genomic sequencing and structural analysis to fully characterise Mystique. Additionally, we found that the testing environment significantly impacts results; some phages that do not form plaques on bacterial lawns can still infect and amplify in liquid cultures of the same strain. Moreover, mutants resistant to Mystique based on plaque assays were susceptible in liquid culture assays. This work underscores the necessity of a multifaceted approach for phage isolation and characterisation, as traditional phage assays may not be sufficient for studying bacteria-phage dynamics in certain bacteria such as A. baumannii .

Cryogenic electron microscopy (cryoEM) is a rapidly growing structural biology modality that has been successful in revealing molecular details of biological systems. However, unlike established biophysical and analytical techniques with calibration standards, cryoEM has lacked comprehensive biological test samples. We introduce a cryoEM calibration sample that is a mixture of compatible macromolecules that can be used not only for resolution optimization but also provides multiple reference points for evaluating instrument performance, data quality, and image processing workflows in a single experiment. This combined test specimen provides researchers a reference point for validating their cryoEM pipeline, benchmarking their methodologies, and testing new algorithms.