Abstract Different intensities of high temperatures affect the growth of photosynthetic cells in nature. To elucidate the underlying mechanisms, we cultivated the unicellular green alga Chlamydomonas reinhardtii under highly controlled photobioreactor conditions and revealed systems-wide shared and unique responses to 24-hour moderate (35°C) and acute (40°C) high temperatures and subsequent recovery at 25°C. We identified previously overlooked unique elements in response to moderate high temperature. Heat at 35°C transiently arrested the cell cycle followed by partial synchronization, up-regulated transcripts/proteins involved in gluconeogenesis/glyoxylate-cycle for carbon uptake, promoted growth, and increased starch accumulation. Heat at 40°C arrested the cell cycle, inhibited growth, resulting in carbon uptake over usage and increased starch accumulation. Both high temperatures induced photoprotection, while 40°C decreased photosynthetic efficiency, distorted thylakoid/pyrenoid ultrastructure, and affected the carbon concentrating mechanism. We demonstrated increased transcript/protein correlation during both heat treatments, suggesting reduced post-transcriptional regulation during heat may help coordinate heat tolerance activities efficiently. During recovery after both heat treatments, transcripts/proteins related to DNA synthesis increased while those involved in photosynthetic light reactions decreased. We propose down-regulating photosynthetic light reactions during DNA replication benefits cell cycle resumption by reducing ROS production. Our results provide potential targets to increase thermotolerance in algae and crops.

Quantitative proteomics employing mass spectrometry has become an indispensable tool in basic and applied life science research. Methods based on data-dependent acquisition have proved extremely valuable for qualitative proteome analysis but historically have struggled to achieve reproducible quantitative data if large sample cohorts are comparatively analyzed. Targeted proteomics, most commonly implemented as selected reaction monitoring, has emerged as a powerful alternative and succeeded in providing a data independent approach for reproducible quantitative proteomics data but is limited in the number of proteins quantified. SWATH-MS is a recently introduced technique consisting of a data-independent acquisition and a targeted data analysis strategy that aims to maintain the favorable quantitative characteristics (accuracy, sensitivity, specificity) achieved in targeted proteomics but on the scale of thousands of proteins. While previous SWATH-MS studies have shown high intra-lab reproducibility, this has not been evaluated on an inter-lab basis. In this multi-laboratory evaluation study using data from 11 sites worldwide, we have demonstrated that using SWATH-MS we can consistently detect and quantify more than 4,000 proteins from HEK293 cells and that the quantitative protein data generated across laboratories is reproducible. Using synthetic peptide dilution series, we have shown that the sensitivity, dynamic range and reproducibility established with SWATH-MS methods are also uniformly achieved across labs. This study demonstrates that SWATH-MS is a reproducible and accurate technique that can be confidently deployed for large-scale protein quantification in life science research.

Abstract The timing of many molecular and physiological processes in plants occurs at a specific time of day. These daily rhythms are driven by the circadian clock, a master timekeeper that uses daylength and temperature to maintain rhythms of approximately 24 hours in various clock-regulated phenotypes. The circadian MYB-like transcription factor REVEILLE 8 (RVE8) interacts with its transcriptional coactivators NIGHT LIGHT INDUCIBLE AND CLOCK REGULATED 1 (LNK1) and LNK2 to promote the expression of evening-phased clock genes and cold tolerance factors. While genetic approaches have commonly been used to discover new connections within the clock and between other pathways, here we use affinity purification coupled with mass spectrometry to discover time-of-day-specific protein interactors of the RVE8-LNK1/2 complex. Among the interactors of RVE8/LNK1/LNK2 were COLD REGULATED GENE 27 (COR27) and COR28, which were coprecipitated in an evening-specific manner. In addition to COR27/28, we found an enrichment of temperature-related interactors that led us to establish a novel role for LNK1/2 in temperature entrainment of the clock. We established that RVE8, LNK1, and either COR27 or COR28 form a tripartite complex in yeast and that the effect of this interaction in planta serves to antagonize transcriptional activation of RVE8 target genes through mediating RVE8 protein degradation in the evening. Together, these results illustrate how a proteomic approach identified time-of-day-specific protein interactions and a novel RVE8-LNK-COR protein complex that implicates a new regulatory mechanism for circadian and temperature signaling pathways.

Protein phosphorylation is one of the most prevalent post-translational modifications found in eukaryotic systems and serves as a key molecular mechanism by which protein function is regulated in response to environmental stimuli. The Mut9-Like Kinases (MLKs) are a plant-specific family of Ser/Thr kinases that have been linked to light, circadian, and abiotic stress signaling. Here we use quantitative phosphoproteomics in conjunction with global proteomic analysis to explore the role of the MLKs in daily protein dynamics. In the absence of MLK family kinases, proteins involved in light, circadian, and hormone signaling as well as several chromatin modifying enzymes were found to have altered phosphorylation profiles. Additionally, mlk mutant seedlings were found to have elevated glucosinolate accumulation and increased sensitivity to DNA damage. Our analysis in combination with previously reported data supports the involvement of MLKs in a diverse set of stress responses and developmental processes, suggesting that the MLKs may serve as key regulators linking environmental inputs to developmental outputs.

DNAAF5 is a dynein motor assembly factor associated with the autosomal heterogenic recessive condition of motile cilia, primary ciliary dyskinesia (PCD). The effects of allele heterozygosity on motile cilia function are unknown. We used CRISPR-Cas9 genome editing in mice to recreate a human missense variant identified in patients with mild PCD and a second, frameshift null deletion in Dnaaf5 . Litters with Dnaaf5 heteroallelic variants showed distinct missense and null gene dosage effects. Homozygosity for the null Dnaaf5 alleles was embryonic lethal. Compound heterozygous animals with the missense and null alleles showed severe disease manifesting as hydrocephalus and early lethality. However, animals homozygous for the missense mutation had improved survival, with partial preserved cilia function and motor assembly observed by ultrastructure analysis. Notably, the same variant alleles exhibited divergent cilia function across different multiciliated tissues. Proteomic analysis of isolated airway cilia from mutant mice revealed reduction in some axonemal regulatory and structural proteins not previously reported in DNAAF5 variants. While transcriptional analysis of mouse and human mutant cells showed increased expression of genes coding for axonemal proteins. Together, these findings suggest allele-specific and tissue-specific molecular requirements for cilia motor assembly that may affect disease phenotypes and clinical trajectory in motile ciliopathies.A mouse model of human DNAAF5 primary ciliary dyskinesia variants reveals gene dosage effects of mutant alleles and tissue-specific molecular requirements for cilia motor assembly.