While several clinical studies have shown that HIV-1 infection is associated with increased permeability of the intestinal tract, there is very little understanding of the mechanisms underlying HIV-induced impairment of mucosal barriers. Here we demonstrate that exposure to HIV-1 can directly breach the integrity of mucosal epithelial barrier, allowing translocation of virus and bacteria. Purified primary epithelial cells (EC) isolated from female genital tract and T84 intestinal cell line were grown to form polarized, confluent monolayers and exposed to HIV-1. HIV-1 X4 and R5 tropic laboratory strains and clinical isolates were seen to reduce transepithelial resistance (TER), a measure of monolayer integrity, by 30-60% following exposure for 24 hours, without affecting viability of cells. The decrease in TER correlated with disruption of tight junction proteins (claudin 1, 2, 4, occludin and ZO-1) and increased permeability. Treatment of ECs with HIV envelope protein gp120, but not HIV tat, also resulted in impairment of barrier function. Neutralization of gp120 significantly abrogated the effect of HIV. No changes to the barrier function were observed when ECs were exposed to Env defective mutant of HIV. Significant upregulation of inflammatory cytokines, including TNF-alpha, were seen in both intestinal and genital epithelial cells following exposure to HIV-1. Neutralization of TNF-alpha reversed the reduction in TERs. The disruption in barrier functions was associated with viral and bacterial translocation across the epithelial monolayers. Collectively, our data shows that mucosal epithelial cells respond directly to envelope glycoprotein of HIV-1 by upregulating inflammatory cytokines that lead to impairment of barrier functions. The increased permeability could be responsible for small but significant crossing of mucosal epithelium by virus and bacteria present in the lumen of mucosa. This mechanism could be particularly relevant to mucosal transmission of HIV-1 as well as immune activation seen in HIV-1 infected individuals.

Bacterial vaginosis (BV) is a common yet poorly understood vaginal condition that has become a major focus of HIV transmission and immunology research. Varied terminologies are used by clinicians and researchers to describe microbial communities that reside in the female reproductive tract (FRT), which is driven, in part, by microbial genetic and metabolic complexity, evolving diagnostic and molecular techniques, and multidisciplinary perspectives of clinicians, epidemiologists, microbiologists, and immunologists who all appreciate the scientific importance of understanding mechanisms that underlie BV. This Perspectives article aims to clarify the varied terms used to describe the cervicovaginal microbiota and its "nonoptimal" state, under the overarching term of BV. The ultimate goal is to move toward language standardization in future literature that facilitates a better understanding of the impact of BV on FRT immunology and risk of sexually transmitted infections, including HIV.

ABSTRACT IgA is the second most abundant antibody present in circulation and is enriched at mucosal surfaces. As such, IgA plays a key role in protection against a variety of mucosal pathogens, including viruses. In addition to neutralizing viruses directly, IgA can also stimulate Fc-dependent effector functions via engagement of Fc alpha receptors (FcαRI) expressed on the surface of certain immune effector cells. Neutrophils are the most abundant leukocyte, express FcαRI, and are often the first to respond to sites of injury and infection. Here, we describe a novel function for IgA:virus immune complexes (ICs) during viral infections. We show that IgA:virus ICs potentiate NETosis – the programmed cell death pathway through which neutrophils release neutrophil extracellular traps (NETs). Mechanistically, IgA:virus ICs potentiated a suicidal NETosis pathway via engagement of FcαRI on neutrophils through a toll-like receptor (TLR)-independent, NADPH oxidase complex-dependent pathway. NETs also were capable of trapping and inactivating viruses, consistent with an antiviral function.

The hormonal contraceptive Medroxyprogesterone Acetate (MPA) is associated with increased risk of Human Immunodeficiency Virus (HIV), via incompletely understood mechanisms. Increased diversity in the vaginal microbiota modulates genital inflammation and is associated with increased HIV-1 acquisition. However, the effect of MPA on diversity of the vaginal microbiota is relatively unknown. In a cohort of female Kenyan sex workers, negative for sexually transmitted infections (STIs), with Nugent Scores <7 (N=58 of 370 screened), MPA correlated with significantly increased diversity of the vaginal microbiota as assessed by 16S rRNA gene sequencing. MPA was also significantly associated with low vaginal glycogen and α-amylase, factors implicated in vaginal colonization by lactobacilli, bacteria believed to protect against STIs. Furthermore, increased diversity of the vaginal microbiota correlated with activation of vaginal HIV-1 target cells. Results were recapitulated in humanized mice where MPA treatment was associated with increased diversity of the vaginal microbiota, low glycogen, and enhanced HIV-1 susceptibility. Together these results suggest MPA-induced hypo-estrogenism may alter key metabolic components necessary for vaginal colonization by certain bacterial species including lactobacilli, and allow for greater bacterial diversity in the vaginal microbiota. Bacterial diversity in the vaginal microbiota correlates with activation of HIV-1 target cells, which might thus contribute to enhanced susceptibility to HIV-1.

Abstract Clinically, a Lactobacillus rich vaginal microbiota (VMB) is considered optimal for reproductive outcomes, while a VMB populated by anaerobes is associated with dysbiosis and the clinical condition bacterial vaginosis (BV), which is linked to increased susceptibility to sexually transmitted infections and adverse reproductive outcomes. Mouse models that mimic eubiotic and dysbiotic VMB are currently lacking but could play a critical role in improving protective interventions. In this study, probiotic, eubiotic, and dysbiotic models were first developed in normal mice, using probiotic strains Lactobacillus rhamnosus GR-1 and Lactobacillus reuteri RC-14, eubiotic Lactobacillus crispatus , or dysbiotic Gardnerella vaginalis strains. Following a single administration, L. rhamnosus and L. reuteri persisted in the mouse vaginal tract for up to eight days, L. crispatus persisted for up to three days, and G. vaginalis persisted for up to two days, as measured by quantitative plating assays and qPCR. Colonization of G. vaginalis was facilitated by the presence of mucin. Endogenous sex hormones were manipulated by either ovariectomizing (OVX) mice or administering 17β-estradiol and progesterone pellets in OVX mice. The lack of endogenous hormones in OVX mice dramatically decreased VMB bacterial load compared to normal mice. None of the exogenous bacteria including Lactobacilli could colonize OVX mice for more than 24 hours. Treatment with 17β-estradiol but not progesterone restored the endogenous microbiota and colonization with Lactobacilli and G. vaginalis . Interestingly, 17β-estradiol treated mice had significantly increased levels of glycogen, compared to OVX and progesterone-treated mice. These results suggest there is a dynamic interaction between sex hormones and the VMB, which can affect bacterial diversity and the ability for a VMB to colonize.

Depot-medroxyprogesterone acetate (DMPA) and Norethisterone Enanthate (NET-EN) are progestin-only injectable contraceptives widely used by women in sub-Sharan Africa, where incidence of HIV-1 and HSV-2 infection remains high. Studies indicate that DMPA usage can increase the risk of HSV-2 infection, but limited data indicate no increased risk with use of NET-EN. We therefore investigated the effects of NET-EN and DMPA on susceptibility to vaginal HSV-2 infection in ovariectomized (OVX) mice and effects on immune responses, particularly in the vaginal tract (VT). OVX mice, when treated with NET-EN and infected intravaginally, had delayed genital pathology, decreased viral shedding, and extended survival compared to DMPA- or untreated OVX mice. CD4+ T cells isolated from VT showed no significant change in frequency with either contraceptive. However, DMPA significantly decreased the total number of VT CD4+ and CD8+ T cells and the number of IFN-γ producing CD4 and CD8 T cells and increased the percentage of CD4 and CD8 T cells producing TNF-α compared to untreated mice. In contrast, NET-EN significantly enhanced percentages of CD8+ T cells compared to DMPA treated mice, and frequencies of IFN-γ+ CD4 and CD8 T cells in the VT compared to untreated mice. Comparative analysis of splenic lymphocytes indicated that DMPA treatment resulted in reduction of CD4+ T cell frequency, but enhanced TNF-α+ CD4 T cells compared to untreated mice. NET-EN enhanced the frequency of CD8 T cells, as well as IFN-γ+ and TNF-α+ CD4, and IFN-γ+ CD8 T cells in the spleen compared to untreated mice. Importantly, we found DMPA treatment that significantly reduced mucin production, whereas NET-EN enhanced expression of cell-associated mucin in VT. High levels of mucin in NET-EN mice were associated with lower levels of HSV-2 virus detected in the vaginal tract. This study provides the first evidence that NET-EN treatment can delay HSV-2 infection compared to DMPA.

Introduction Clinically, a dysbiotic vaginal microbiota (VMB) colonized with anaerobic species such as Gardnerella vaginalis has been linked to increased susceptibility to viral sexually transmitted infections (STIs) such as Herpes Simplex Virus Type 2 (HSV-2). The mechanism is poorly understood due to the lack of small animal models. Methods Mice were inoculated with 10 7 CFU of the eubiotic bacteria Lactobacillus crispatus , the dysbiotic bacteria G. vaginalis , or PBS as a negative control every 48 h for ten days. On day ten, mice were inoculated with 10 5 PFU WT HSV-2 333 and survival, pathology, and viral titers were assessed. To elucidate changes in the vaginal microenvironment following bacterial inoculations, vaginal tissue and washes were collected following ten days of inoculations. To assess barrier integrity, tissue was fixed and stained for the barrier protein Desmoglein-1 (DSG-1). To evaluate the immune microenvironment, tissue was processed for flow cytometry to examine tissue-resident T cells and cytokine production by T cells. Vaginal washes were used for multiplex cytokine/chemokine analysis. Results G. vaginalis inoculated mice infected with HSV-2 had significantly decreased survival rates, increased pathology, and higher viral titers than PBS and L. crispatus inoculated mice. The vaginal epithelium of G. vaginalis inoculated mice showed decreased DSG-1 staining compared to other groups, indicating compromised barrier function. Decreased total numbers of CD4+ and CD8+ T cells expressing activated mucosal immune markers CD44, CD69, and CD103 were observed in the vaginal tract of G. vaginalis inoculated mice. They also showed increased proportions of T cells expressing inflammatory cytokines TNF-α and IFN-γ, while L. crispatus inoculated mice had increased proportions and absolute counts of T cells expressing the regulatory cytokine IL-10. In the multiplex assay, vaginal washes from G. vaginalis mice had increased inflammatory cytokines and chemokines compared to L. crispatus and PBS groups. Discussion These results suggest G. vaginalis inoculation may be increasing HSV-2 infection by disrupting the epithelial barrier, decreasing protective immune responses and increasing tissue inflammation in the vaginal tract.