Abstract Candidate phyla radiations (CPR), accounting for a major microbial supergroup with remarkably small genomes and reduced sizes, are widely distributed yet mostly uncultured. Limited culture and its obligate reliance upon other bacteria hindered investigation of their lifestyles. In this work we isolated a CPR bacterium, TM7i, with its host Leucobacter aridocollis J1, by combination of Emulsion, Paired Isolation and Concatenation PCR (epicPCR) detection and filtrate co-culture. Genomic profiling of TM7 genomes and microscopic investigation of TM7i-J1 symbiosis suggest the conservation of type IV pili and a pili-dependent lifestyle of TM7. Further, we observed twitching motility of TM7i mediated by pili and its role played in the interaction with its host. Our results shed a light on the lifestyle about this enigmatic bacterial radiation, which may also be adopted by other CPR organisms. The epicPCR-directed isolation method underlines high efficiency of CPR bacteria isolation and thus may be used in other symbiotic or epibiotic microorganisms.

ABSTRACT Streptomyces is a model filamentous prokaryote to study multicellular differentiation and a rich reservoir for antibiotics discovery. In their natural conditions, Streptomyces grows at the interface of porous soil, air, and water. The morphological development of Streptomyces is traditionally performed on agar plates and mostly studied at the population levels. However, the detailed lifecycle of Streptomyces has not been well studied due to its complexity and lack of research tools which can mimic their natural conditions in the soil. Here, we developed a simple assembled microfluidic device for cultivation and the entire lifecycle observation of Streptomyces development from single-cell level. The microfluidic device composed of a microchannel for loading samples and supplying nutrients, microwell arrays for seeding and growth of single spores, and air-filled chambers aside of the microwells that facilitate growth of aerial hyphae and spores. A unique feature of this device is that each microwell is surrounded by a 1.5 µm gap connected to an air-filled chamber which provide stabilized water-air interface. We used this device to observe the development of single Streptomyces spores and found that unlike those in bulk liquid culture, Streptomyces can differentiate at water-air interfaces in microscale liquid culture. Finally, we demonstrated that phenotypic A-Factor assay can be performed at defined time point of its lifecycle. This microfluidic device could become a robust tool for studying Streptomyces multi-cellular differentiation and interaction at single cell level. IMPORTANCE We describe a microfluidic device that mimics the natural porous environment for the growth and development of Streptomyces , the model system for bacterial multicellularity. The microfluidic device is used for cultivation and the entire lifecycle observation of Streptomyces development from single-cell level, including growth of aerial filaments. The aerial hyphae development of Streptomyces at the water-air interface was observed at real time in the microfluidic device. The early growth, opportunistic transformation (in the gap), and merging of aerial hyphae of Streptomyces in the microfluidic device were observed for the first time. It will play an important role in finding single-cell heterogeneity to study secondary metabolites related to the complex lifecycle of Streptomyces .

Abstract Enzymes that can decompose synthetic plastics such as polyethylene terephthalate (PET) are urgently needed. However, a bottleneck remains due to a lack of techniques for detecting and sorting environmental microorganisms with vast diversity and abundance. Here, we developed a fluorescence-activated droplet sorting (FADS) pipeline for high-throughput screening of PET-degrading microorganisms or enzymes (PETases). The pipeline comprises three steps: generation and incubation of droplets encapsulating single cells, picoinjection of fluorescein dibenzoate (FDBz) as the fluorogenic probe, and screening of droplets to obtain PET-degrading cells. We characterized critical factors associated with this method, including specificity and sensitivity for discriminating PETase from other enzymes. We then optimized its performance and compatibility with environmental samples. The system was used to screen a wastewater sample from a PET textile mill. We successfully obtained PET-degrading species from nine different genera. Moreover, two putative PETases from isolates Kineococcus endophyticus Un-5 and Staphylococcus epidermidis Un-C2-8 were genetically derived, heterologously expressed, and preliminarily validated for PET-degrading activities. We speculate that the FADS pipeline can be widely adopted to discover new PET-degrading microorganisms and enzymes in various environments and may be utilized in the directed evolution of PETases using synthetic biology.

ABSTRACT Droplet microfluidics is a powerful tool in many biological and clinical applications. Microfluidic chips, such as flow-focusing droplet generators, have been extensively used to high-throughput encapsulate reactions with single-cell and single-molecular resolutions. However, microfabrication is expensive and precision-demanding, preventing it from widespread use in biomedical laboratories and clinical facilities. Herein, we present a versatile chip-free droplet generator, OsciDrop, for generating size-tunable droplets on demand, with high uniformity. OsciDrop segments the fluid flowing out of the orifice of a micropipette tip into droplets by oscillating the tip under the surface of a continuous oil phase. We investigated the factors influencing droplet generation by examining several control parameters. Results show that flow rate, oscillating amplitude, and frequency are key parameters to generate monodisperse droplets on demand. And OsciDrop is able to generate droplets in a flexible and repeatable manner. Importantly, using an optimal asymmetrical oscillation waveform, OsciDrop can controllably generate monodisperse droplets spanning a wide volume range (200 pL - 2 μL). To demonstrate the ability of OsciDrop for chip-free droplet assays, a digital loop-mediated isothermal amplification (dLAMP) was performed to absolutely quantify African swine fever virus (ASFV). The OsciDrop method opens up a feasible and versatile avenue to perform droplet-based assays, exhibiting full accessibility for chip-free droplet microfluidics.