DNA N6-methyladenine (6mA) modification is the most prevalent DNA modification in prokaryotes, but whether it exists in human cells and whether it plays a role in human diseases remain enigmatic. Here, we showed that 6mA is extensively present in the human genome, and we cataloged 881,240 6mA sites accounting for ∼0.051% of the total adenines. [G/C]AGG[C/T] was the most significantly associated motif with 6mA modification. 6mA sites were enriched in the coding regions and mark actively transcribed genes in human cells. DNA 6mA and N6-demethyladenine modification in the human genome were mediated by methyltransferase N6AMT1 and demethylase ALKBH1, respectively. The abundance of 6mA was significantly lower in cancers, accompanied by decreased N6AMT1 and increased ALKBH1 levels, and downregulation of 6mA modification levels promoted tumorigenesis. Collectively, our results demonstrate that DNA 6mA modification is extensively present in human cells and the decrease of genomic DNA 6mA promotes human tumorigenesis.

Summary

 N⁶-Methyladenosine (m⁶A) represents the most prevalent internal modification on mRNA and requires a multicomponent m⁶A methyltransferase complex in mammals. How their plant counterparts determine the global m⁶A modification landscape and its molecular link to plant development remain unknown. Here we show that FKBP12 INTERACTING PROTEIN 37 KD (FIP37) is a core component of the m⁶A methyltransferase complex, which underlies control of shoot stem cell fate in Arabidopsis. The mutants lacking FIP37 exhibit massive overproliferation of shoot meristems and a transcriptome-wide loss of m⁶A RNA modifications. We further demonstrate that FIP37 mediates m⁶A RNA modification on key shoot meristem genes inversely correlated with their mRNA stability, thus confining their transcript levels to prevent shoot meristem overproliferation. Our results suggest an indispensable role of FIP37 in mediating m⁶A mRNA modification, which is required for maintaining the shoot meristem as a renewable source for continuously producing all aerial organs in plants.

The N-terminal 17 amino acids of huntingtin (NT17) can be phosphorylated on serines 13 and 16; however, the significance of these modifications in Huntington's disease pathogenesis remains unknown. In this study, we developed BAC transgenic mice expressing full-length mutant huntingtin (fl-mhtt) with serines 13 and 16 mutated to either aspartate (phosphomimetic or SD) or alanine (phosphoresistant or SA). Both mutant proteins preserve the essential function of huntingtin in rescuing knockout mouse phenotypes. However, fl-mhtt-induced disease pathogenesis, including motor and psychiatric-like behavioral deficits, mhtt aggregation, and selective neurodegeneration are abolished in SD but preserved in SA mice. Moreover, modification of these serines in expanded repeat huntingtin peptides modulates aggregation and amyloid fibril formation in vitro. Together, our findings demonstrate that serines 13 and 16 are critical determinants of fl-mhtt-induced disease pathogenesis in vivo, supporting the targeting of huntingtin NT17 domain and its modifications in HD therapy.

Abstract Huntington’s disease (HD) is a devastating monogenic neurodegenerative disease characterized by early, selective pathology in the basal ganglia despite the ubiquitous expression of mutant huntingtin. The molecular mechanisms underlying this region-specific neuronal degeneration and how these relate to the development of early cognitive phenotypes are poorly understood. Here, we show that there is selective loss of synaptic connections between the cortex and striatum in postmortem tissue from HD patients that is associated with the increased activation and localization of complement proteins, innate immune molecules, to markers of these synaptic elements. We also find that levels of these secreted innate immune molecules are elevated in the CSF of premanifest HD patients and correlate with established measures of disease burden. In preclinical genetic models of HD we show that complement proteins mediate the selective elimination of corticostriatal synapses at an early stage in disease pathogenesis marking them for removal by microglia, the brain’s resident macrophage population. This process requires mutant huntingtin to be expressed in both cortical and striatal neurons and inhibition of this complement-dependent elimination mechanism through administration of a therapeutically relevant C1q function blocking antibody or genetic ablation of a complement receptor on microglia, prevented synapse loss, increased excitatory input to the striatum and rescued the early development of visual discrimination learning and cognitive flexibility deficits in these models. Together, our findings implicate microglia and the complement cascade in the selective, early degeneration of corticostriatal synapses and the development of cognitive deficits in presymptomatic HD, and also provide new preclinical data to support complement as a therapeutic target for early intervention.