Severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) has caused the rapidly unfolding coronavirus disease 2019 (COVID-19) pandemic1,2. Clinical manifestations of COVID-19 vary, ranging from asymptomatic infection to respiratory failure. The mechanisms that determine such variable outcomes remain unresolved. Here we investigated CD4+ T cells that are reactive against the spike glycoprotein of SARS-CoV-2 in the peripheral blood of patients with COVID-19 and SARS-CoV-2-unexposed healthy donors. We detected spike-reactive CD4+ T cells not only in 83% of patients with COVID-19 but also in 35% of healthy donors. Spike-reactive CD4+ T cells in healthy donors were primarily active against C-terminal epitopes in the spike protein, which show a higher homology to spike glycoproteins of human endemic coronaviruses, compared with N-terminal epitopes. Spike-protein-reactive T cell lines generated from SARS-CoV-2-naive healthy donors responded similarly to the C-terminal region of the spike proteins of the human endemic coronaviruses 229E and OC43, as well as that of SARS-CoV-2. This results indicate that spike-protein cross-reactive T cells are present, which were probably generated during previous encounters with endemic coronaviruses. The effect of pre-existing SARS-CoV-2 cross-reactive T cells on clinical outcomes remains to be determined in larger cohorts. However, the presence of spike-protein cross-reactive T cells in a considerable fraction of the general population may affect the dynamics of the current pandemic, and has important implications for the design and analysis of upcoming trials investigating COVID-19 vaccines. A study of patients with COVID-19 and healthy donors found CD4+ T cells that react to the spike protein of SARS-CoV-2 and human endemic coronaviruses; however, the effect of pre-existing SARS-CoV-2 cross-reactive T cells on clinical outcomes remains to be determined.

We established a microfluidic four-organ-chip for interconnected long-term co-culture of human intestine (1), liver (2), skin (3) and kidney (4) equivalents.

Current in vitro and animal tests for drug development are failing to emulate the systemic organ complexity of the human body and, therefore, to accurately predict drug toxicity. In this study, we present a multi-organ-chip capable of maintaining 3D tissues derived from cell lines, primary cells and biopsies of various human organs. We designed a multi-organ-chip with co-cultures of human artificial liver microtissues and skin biopsies, each a 1/100 000 of the biomass of their original human organ counterparts, and have successfully proven its long-term performance. The system supports two different culture modes: i) tissue exposed to the fluid flow, or ii) tissue shielded from the underlying fluid flow by standard Transwell® cultures. Crosstalk between the two tissues was observed in 14-day co-cultures exposed to fluid flow. Applying the same culture mode, liver microtissues showed sensitivity at different molecular levels to the toxic substance troglitazone during a 6-day exposure. Finally, an astonishingly stable long-term performance of the Transwell®-based co-cultures could be observed over a 28-day period. This mode facilitates exposure of skin at the air–liquid interface. Thus, we provide here a potential new tool for systemic substance testing.

Summary Severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) has caused a rapidly unfolding pandemic, overwhelming health care systems worldwide 1 . Clinical manifestations of Coronavirus-disease 2019 (COVID-19) vary broadly, ranging from asymptomatic infection to acute respiratory failure and death 2 , yet the underlying mechanisms for this high variability are still unknown. Similarly, the role of host immune responses in viral clearance of COVID-19 remains unresolved. For SARS-CoV (2002/03), however, it has been reported that CD4 + T cell responses correlated with positive outcomes 3,4 , whereas T cell immune responses to SARS-CoV-2 have not yet been characterized. Here, we describe an assay that allows direct detection and characterization of SARS-CoV-2 spike glycoprotein (S)-reactive CD4 + T cells in peripheral blood. We demonstrate the presence of S-reactive CD4 + T cells in 83% of COVID-19 patients, as well as in 34% of SARS-CoV-2 seronegative healthy donors (HD), albeit at lower frequencies. Strikingly, S-reactive CD4 + T cells in COVID-19 patients equally targeted N-terminal and C-terminal epitopes of S whereas in HD S-reactive CD4 + T cells reacted almost exclusively to the C-terminal epitopes that are a) characterized by higher homology with spike glycoprotein of human endemic “common cold” coronaviruses (hCoVs), and b) contains the S2 subunit of S with the cytoplasmic peptide (CP), the fusion peptide (FP), and the transmembrane domain (TM) but not the receptor-binding domain (RBD). In contrast to S-reactive CD4 + T cells in HD, S-reactive CD4 + T cells from COVID-19 patients co-expressed CD38 and HLA-DR, indivative of their recent in vivo activation. Our study is the first to directly measure SARS-CoV-2-reactive T cell responses providing critical tools for large scale testing and characterization of potential cross-reactive cellular immunity to SARS-CoV-2. The presence of pre-existing SARS-CoV-2-reactive T cells in a subset of SARS-CoV-2 naïve HD is of high interest but larger scale prospective cohort studies are needed to assess whether their presence is a correlate of protection or pathology for COVID-19. Results of such studies will be key for a mechanistic understanding of the SARS-CoV-2 pandemic, adaptation of containment methods and to support vaccine development.

Background: Given regenerative therapies, the utilization of primary human cells is desired and requested in the development of in vitro systems and disease models. After a few passages in vitro, all cells from the connective tissue end up in a similar fibroblastoid cell type marked by loss of the specific expression pattern. It is still under discussion whether different de-differentiated mesenchymal cells have similar or identical differentiation capacities in vitro. Methods: Chondrocytes isolated from patients with late-stage osteoarthritis were cultured for several passages until de-differentiation was completed. The mRNA level of cartilage markers was investigated, and the adipogenic, osteogenic and chondrogenic differentiation capacity was examined. By adding 5-aza-2′-deoxycytidine (5-aza-dC) to the media, the influence of DNA methylation on the differentiation capacity was analyzed. Results: The chondrocytes used in this work were not affected by the loss of specific gene expression upon cell culture. The mRNA levels of SOX5, SOX6, SOX9, aggrecan, and proteoglycan-4 remained unchanged. The underlying mechanisms of cartilage marker maintenance in osteoarthritic (OA) chondrocytes were investigated with a focus on the epigenetic modification by DNA methylation. The treatment of de-differentiated chondrocytes with the DNA methyltransferase inhibitor 5-aza-2′-deoxycytidine (5-aza-dC) displayed no appreciable impact on the observed maintenance of marker gene expression, while the chondrogenic differentiation capacity was compromised. On the other hand, the pre-cultivation with 5-aza-dC improved the osteogenesis and adipogenesis of OA chondrocytes. Contradictory to these effects, the DNA methylation levels were not reduced after treatment with 1 μM 5-aza-dC for four weeks. Conclusion: Chondrocytes isolated from late-stage osteoarthritic patients represents a reliable cell source for in vitro studies as wells as disease models since the chondrogenic differentiation potential remains. 5-aza-2′-deoxycytidine could not further improve their chondrogenic potential.

Multipotent hematopoietic stem and progenitor cells (HSPC) reside in specialized stem cell niches within the bone marrow, that provide a suitable microenvironment for lifelong maintenance of the stem cells. Meaningful in vitro models recapitulating the in vivo stem cell niche biology can be employed for both basic research as well as for applied sciences and represent a powerful tool to reduce animal tests in preclinical studies. Recently we published the generation of an in vitro bone marrow niche model, capable of long-term cultivation of HSC based on an organ-on-a-chip platform. This study provides a detailed analysis of the 3D culture system including matrix environment analysis by SEM, transcriptome analysis and system intrinsic differentiation induction. Furthermore, the bone marrow on a chip model can serve to multiply and harvest HSPC, since repeated cell removal not compromised the functionality of the culture system. The prolongation of the culture time to 8 weeks demonstrate the capacity to apply the model in repeated drug testing experiments. The quality of the presented system is emphasized by the differentiation capacity of long-term cultivated HSPC in vitro and in vivo. Transplanted human HSPC migrated actively into the bone marrow of irradiated mice and contributed to the long-term reconstitution of the hematopoietic system after four and eight weeks of in vitro cultivation. The introduced system offers a multitude of possible applications to address a broad spectrum of questions regarding HSPC, the corresponding bone marrow niche biology, and pathological aberrations.

Microphysiological systems are fundamental for progressing towards a global paradigm shift in drug development through the generation of patient-on-a-chip models. An increasing number of single- and multi-organ systems have been adopted by the pharmaceutical and cosmetic industries for predictive substance testing. These models run on heterogeneous tissues and cell types from different donors. However, a patient is an individual. Therefore, patient-on-a-chip systems need to be built from tissues from one autologous source. Individual on-chip organ differentiation from a single induced pluripotent stem cell source could provide a solution to this challenge. We designed a four-organ chip based on human physiology. It enables the interconnection of miniaturized human intestine, liver, brain and kidney equivalents. All four organ models were pre-differentiated from induced pluripotent stem cells from the same healthy donor and integrated into the microphysiological system. The cross talk led to further differentiation over a 14-day cultivation period under pulsatile blood flow conditions in one common medium deprived of growth factors. This model platform will pave the way for disease induction and subsequent drug testing.