The mesenchymal-amoeboid transition (MAT) was proposed as a mechanism for cancer cells to adapt their migration mode to their environment. While the molecular pathways involved in this transition are well documented, the role of the microenvironment in the MAT is still poorly understood. Here, we investigated how confinement and adhesion affect this transition. We report that, in the absence of focal adhesions and under conditions of confinement, mesenchymal cells can spontaneously switch to a fast amoeboid migration phenotype. We identified two main types of fast migration—one involving a local protrusion and a second involving a myosin-II-dependent mechanical instability of the cell cortex that leads to a global cortical flow. Interestingly, transformed cells are more prone to adopt this fast migration mode. Finally, we propose a generic model that explains migration transitions and predicts a phase diagram of migration phenotypes based on three main control parameters: confinement, adhesion, and contractility.

3D amoeboid cell migration is central to many developmental and disease-related processes such as cancer metastasis. Here, we identify a unique prototypic amoeboid cell migration mode in early zebrafish embryos, termed stable-bleb migration. Stable-bleb cells display an invariant polarized balloon-like shape with exceptional migration speed and persistence. Progenitor cells can be reversibly transformed into stable-bleb cells irrespective of their primary fate and motile characteristics by increasing myosin II activity through biochemical or mechanical stimuli. Using a combination of theory and experiments, we show that, in stable-bleb cells, cortical contractility fluctuations trigger a stochastic switch into amoeboid motility, and a positive feedback between cortical flows and gradients in contractility maintains stable-bleb cell polarization. We further show that rearward cortical flows drive stable-bleb cell migration in various adhesive and non-adhesive environments, unraveling a highly versatile amoeboid migration phenotype.

Sorting of lipids and proteins is a key process allowing eukaryotic cells to execute efficient and accurate intracellular transport and to maintain membrane homeostasis. It occurs during the formation of highly curved transport intermediates that shuttle between cell compartments. Protein sorting is reasonably well described, but lipid sorting is much less understood. Lipid sorting has been proposed to be mediated by a physical mechanism based on the coupling between membrane composition and high curvature of the transport intermediates. To test this hypothesis, we have performed a combination of fluorescence and force measurements on membrane tubes of controlled diameters pulled from giant unilamellar vesicles. A model based on membrane elasticity and nonideal solution theory has also been developed to explain our results. We quantitatively show, using 2 independent approaches, that a difference in lipid composition can build up between a curved and a noncurved membrane. Importantly, and consistent with our theory, lipid sorting occurs only if the system is close to a demixing point. Remarkably, this process is amplified when even a low fraction of lipids is clustered upon cholera toxin binding. This can be explained by the reduction of the entropic penalty of lipid sorting when some lipids are bound together by the toxin. Our results show that curvature-induced lipid sorting results from the collective behavior of lipids and is even amplified in the presence of lipid-clustering proteins. In addition, they suggest a generic mechanism by which proteins can facilitate lipid segregation in vivo.

Cells are populated by a vast array of membrane-binding proteins that execute critical functions. Functions, like signaling and intracellular transport, require the abilities to bind to highly curved membranes and to trigger membrane deformation. Among these proteins is amphiphysin 1, implicated in clathrin-mediated endocytosis. It contains a Bin-Amphiphysin-Rvs membrane-binding domain with an N-terminal amphipathic helix that senses and generates membrane curvature. However, an understanding of the parameters distinguishing these two functions is missing. By pulling a highly curved nanotube of controlled radius from a giant vesicle in a solution containing amphiphysin, we observed that the action of the protein depends directly on its density on the membrane. At low densities of protein on the nearly flat vesicle, the distribution of proteins and the mechanical effects induced are described by a model based on spontaneous curvature induction. The tube radius and force are modified by protein binding but still depend on membrane tension. In the dilute limit, when practically no proteins were present on the vesicle, no mechanical effects were detected, but strong protein enrichment proportional to curvature was seen on the tube. At high densities, the radius is independent of tension and vesicle protein density, resulting from the formation of a scaffold around the tube. As a consequence, the scaling of the force with tension is modified. For the entire density range, protein was enriched on the tube as compared to the vesicle. Our approach shows that the strength of curvature sensing and mechanical effects on the tube depends on the protein density.

Matrix rigidity sensing regulates a large variety of cellular processes and has important implications for tissue development and disease. However, how cells probe matrix rigidity, and hence respond to it, remains unclear. Here, we show that rigidity sensing and adaptation emerge naturally from actin cytoskeleton remodelling. Our in vitro experiments and theoretical modelling demonstrate a biphasic rheology of the actin cytoskeleton, which transitions from fluid on soft substrates to solid on stiffer ones. Furthermore, we find that increasing substrate stiffness correlates with the emergence of an orientational order in actin stress fibres, which exhibit an isotropic to nematic transition that we characterize quantitatively in the framework of active matter theory. These findings imply mechanisms mediated by a large-scale reinforcement of actin structures under stress, which could be the mechanical drivers of substrate stiffness-dependent cell shape changes and cell polarity. Adherent cells actively probe the rigidity of their substrates. Guptaet al. show that actin cytoskeleton rheology transitions from fluid to solid with increased substrate stiffness along with an isotropic to nematic ordering, implicating the remodelling of the whole actin network in rigidity sensing.

Membrane scission is essential for intracellular trafficking. While BAR domain proteins such as endophilin have been reported in dynamin-independent scission of tubular membrane necks, the cutting mechanism has yet to be deciphered. Here, we combine a theoretical model, in vitro, and in vivo experiments revealing how protein scaffolds may cut tubular membranes. We demonstrate that the protein scaffold bound to the underlying tube creates a frictional barrier for lipid diffusion; tube elongation thus builds local membrane tension until the membrane undergoes scission through lysis. We call this mechanism friction-driven scission (FDS). In cells, motors pull tubes, particularly during endocytosis. Through reconstitution, we show that motors not only can pull out and extend protein-scaffolded tubes but also can cut them by FDS. FDS is generic, operating even in the absence of amphipathic helices in the BAR domain, and could in principle apply to any high-friction protein and membrane assembly.

Abstract BAR domain proteins contribute to membrane deformation in diverse cellular processes. The inverted-BAR (I-BAR) protein IRSp53, for instance, is found on the inner leaflet of the tubular membrane of filopodia; however its role in the formation of these structures is incompletely understood. Here we develop an original assay in which proteins are encapsulated in giant unilamellar vesicles connected to membrane nanotubes. Our results demonstrate that I-BAR dimers sense negative membrane curvature. Experiment and theory reveal that the I-BAR displays a non-monotonic sorting with curvature, and expands the tube at high imposed tension while constricting it at low tension. Strikingly, at low protein density and tension, protein-rich domains appear along the tube. This peculiar behaviour is due to the shallow intrinsic curvature of I-BAR dimers. It allows constriction of weakly curved membranes coupled to local protein enrichment at biologically relevant conditions. This might explain how IRSp53 contributes in vivo to the initiation of filopodia.

Abstract Axonal beading—formation of a series of swellings along the axon—and retraction are commonly observed shape transformations that precede axonal atrophy in Alzheimer’s, Parkinson, and other neurodegenerative conditions. The mechanisms driving these morphological transformations are poorly understood. Here we report controlled experiments which can induce either beading or retraction and follow the time evolution of these responses. By making quantitative analysis of the shape modes under different conditions, measurement of membrane tension, and using theoretical considerations, we argue that membrane tension is the main driving force that pushes cytosol out of the axon when microtubules are degraded, causing axonal thinning. Under pharmacological perturbation, atrophy is always retrograde and this is set by a gradient in the microtubule stability. The nature of microtubule depolymerization dictates the type of shape transformation vis à vis beading or retraction. Elucidating the mechanisms of these shape transformations will facilitate development of strategies to prevent or arrest axonal atrophy due to neurodegenerative conditions.