ABSTRACT TRIM25 is a ubiquitin E3 ligase active in innate immunity and cell fate decisions. Mounting evidence suggests that TRIM25′s E3 ligase activity is regulated by RNAs. However, while mutations affecting RNA binding have been described, neither the precise RNA binding site has been identified nor which domains are involved. Here, we present biophysical evidence for the presence of RNA binding sites on both TRIM25 PRY/SPRY and coiled-coil domains, and map the binding site on the PRY/SPRY with residue resolution. Cooperative RNA-binding of both domains enhances their otherwise transient interaction in solution and increases the E3 ligase activity of TRIM25. We also show that TRIM25 not only binds RNA in mammalian cells but that interfering with RNA binding has an effect on cellular RIG-I ubiquitination.

Abstract We demonstrate a path towards full Quantum Mechanics (QM) characterization of enzymatic activity. As a case-study, we investigate the detoxification of aflatoxin, a carcinogenic food contaminant, by laccase, a versatile oxidase capable of—but not efficient for—degrading aflatoxin. We use a combination of quantitative experimentation and QM modeling to show that low enzymatic steric affinity for aflatoxin is the main bottleneck, rather that the oxidative activity of laccase. To identify the structural elements responsible for low reaction rates, we perform a density functional theory (DFT) based modeling of both the substrate and the enzyme in a full QM simulation of more than 7,000 atoms. Thanks to our approach we point to amino acid residues that determine the affinity of laccase for aflatoxin. We show that these residues are substrate-dependent, making a full QM approach necessary for enzyme optimization. Altogether, we establish a roadmap for rational enzyme engineering applicable beyond our case study.

ABSTRACT LncRNAs are emerging to play crucial roles in the regulation of many essential cellular processes and have been linked to human disease, but a detailed understanding of their structure and how this relates to underlying molecular mechanisms is still limited. The structure that a lncRNA adopts can interconvert between multiple conformations. However, characterizing the structure and dynamics is challenging given their large size. Here, we present an integrated approach, combining biochemical and biophysical techniques to investigate the core structural elements and conformational dynamics of the A-repeats of the lncRNA Xist. We combine chemical RNA structure probing, SAXS, NMR-spectroscopy and cryo-EM to comprehensively describe the conformational landscape of the Xist A-repeats. We show that under native-like conditions, the A-repeats are modular, comprising building blocks made from stable AUCG tetraloop hairpins and inter-repeat dimers separated by flexible uracil-rich regions. The structural core of the A-repeats involves dimerization of sequential repeats to form two subdomains, comprising repeats 1-4 and 5-8. The overall topology of the A-repeats is dynamic, with structural variability linked to the uracil-rich linker regions. Our results rationalize context and buffer-dependent structural variations of the Xist lncRNA. The integrative approach presented here establishes a general pipeline for investigating lncRNA structure and dynamics. GRAPHICAL ABSTRACT

Dienelactone hydrolase (DLH) is one of numerous hydrolytic enzymes with an α/β-hydrolase fold, which catalyze the hydrolysis of dienelactone to maleylacetate. The DLHs share remarkably similar tertiary structures and a conserved arrangement of catalytic residues. This study presents the crystal structure and comprehensive functional characterization of a novel thermostable DLH from the bacterium Hydrogenobacter thermophilus (HtDLH). The crystal structure of the HtDLH, solved at a resolution of about 1.67 Å, exhibits a canonical α/β-hydrolase fold formed by eight β-sheet strands in the core, with one buried α-helix and six others exposed to the solvent. The structure also confirmed the conserved catalytic triad of DHLs formed by Cys121, Asp170, and His202 residues. The HtDLH forms stable homodimers in solution. Functional studies showed that HtDLH has the expected esterase activity over esters with short carbon chains, such as p-nitrophenyl acetate, reaching optimal activity at pH 7.5 and 70 °C. Furthermore, HtDLH maintains more than 50 % of its activity even after incubation at 90 °C for 16 h. Interestingly, HtDLH exhibits catalytic activity towards polyethylene terephthalate (PET) monomers, including bis-1,2-hydroxyethyl terephthalate (BHET) and 1-(2-hydroxyethyl) 4-methyl terephthalate, as well as other aliphatic and aromatic esters. These findings associated with the lack of activity on amorphous PET indicate that HtDLH has characteristic of a BHET-degrading enzyme. This work expands our understanding of enzyme families involved in PET degradation, providing novel insights for plastic biorecycling through protein engineering, which could lead to eco-friendly solutions to reduce the accumulation of plastic in landfills and natural environments.

In-solution small angle X-ray and neutron scattering (SAXS/SANS) have become popular methods to characterize the structure of membrane proteins, solubilized by either detergents or nanodiscs. SANS studies of protein-detergent complexes usually require deuterium-labelled proteins or detergents, which in turn often lead to problems in their expression or purification. Here, we report an approach whose novelty is the combined analysis of SAXS and SANS data from an unlabeled membrane protein complex in solution in two complementary ways. Firstly, an explicit atomic analysis, including both protein and detergent molecules, using the program WAXSiS which has been adapted to predict SANS data. Secondly, the use of MONSA which allows to discriminate between detergent head- and tail-groups in an ab initio approach. Our approach is readily applicable to any detergent-solubilized protein and provides more detailed structural information on protein-detergent complexes from unlabeled samples than SAXS or SANS alone.

ABSTRACT A key regulatory process during Drosophila development is the localized suppression of the hunchback mRNA translation at the posterior, which gives rise to a hunchback gradient governing the formation of the anterior-posterior body axis. The suppression of the RNA is achieved by a concerted action of Brain Tumour (Brat), Pumilio (Pum) and Nanos. Each protein is necessary for proper Drosophila development. The RNA contacts have been elucidated for the proteins individually in several atomic-resolution structures. However, the interplay of all three proteins in the RNA suppression remains a long-standing open question. We characterize the quaternary complex of the RNA-binding domains of Brat, Pum and Nanos with hunchback mRNA by combining NMR spectroscopy, SANS/SAXS, XL/MS with MD simulations and ITC assays. The quaternary hunchback mRNA suppression complex is flexible with the unoccupied nucleotides of the RNA functioning as a flexible linker between the Brat and Pum-Nanos moieties of the complex. Moreover, Brat and Pum with Nanos bind the RNA completely independently. In accordance with previous studies, showing that Brat can suppress hunchback mRNA independently and is distributed uniformly throughout the embryo, this suggests that hunchback mRNA suppression by Brat is functionally separate from the suppression by Pumilio and Nanos.

Post-transcriptional mechanisms play a predominant role in the control of microRNA (miRNA) production. Recognition of the terminal loop of precursor miRNAs by RNA-binding proteins (RBPs) influences their processing; however, the mechanistic and structural basis for how levels of individual or subsets of miRNAs are regulated is mostly unexplored. We previously described a role for hnRNP A1, an RBP implicated in many aspects of RNA processing, as an auxiliary factor that promotes the Microprocessor-mediated processing of pri-mir-18a. Here, we reveal the mechanistic basis for this stimulatory role of hnRNP A1 by combining integrative structural biology with biochemical and functional assays. We demonstrate that hnRNP A1 forms a 1:1 complex with pri-mir-18a that involves binding of both RNA recognition motifs (RRMs) to cognate RNA sequence motifs in the conserved terminal loop of pri-mir-18a. Terminal loop binding induces an allosteric destabilization of base-pairing in the pri-mir-18a stem that promotes its down-stream processing. Our results highlight terminal loop RNA recognition by RNA-binding proteins as a general principle of miRNA biogenesis and regulation.

ABSTRACT HIV-1 Rev mediates the nuclear export of intron-containing viral RNA transcripts and is essential for viral replication. Rev is imported into the nucleus by the host protein Importin β (Impβ), but how Rev associates with Impβ is poorly understood. Here we report biochemical, biophysical and structural studies of the Impβ/Rev complex. Gel shift, native mass spectrometry and isothermal titration calorimetry data reveal that Impβ binds two Rev monomers through independent binding sites. Small-angle X-ray scattering (SAXS) data suggest that the HEAT repeats of Impβ retain an extended conformation upon binding Rev, which according to NMR data is primarily recognized through its helical hairpin domain. Peptide scanning data and charge-reversal mutations identify the N-terminal tip of Rev helix α2 within Rev’s Arginine-Rich Motif (ARM) as a primary Impβ binding epitope. Crosslinking mass spectrometry and compensatory mutagenesis data combined with molecular docking simulations suggest a structural model in which one Rev monomer binds to the C-terminal half of Impβ with Rev helix α2 roughly parallel to the HEAT-repeat superhelical axis while the other monomer binds to the N-terminal half. These findings shed light on the molecular basis of Rev recognition by Impβ and highlight an atypical binding behaviour that distinguishes Rev from canonical cellular Impβ cargos.