The nucleus makes the rules Single cells continuously experience and react to mechanical challenges in three-dimensional tissues. Spatial constraints in dense tissues, physical activity, and injury all impose changes in cell shape. How cells can measure shape deformations to ensure correct tissue development and homeostasis remains largely unknown (see the Perspective by Shen and Niethammer). Working independently, Venturini et al. and Lomakin et al. now show that the nucleus can act as an intracellular ruler to measure cellular shape variations. The nuclear envelope provides a gauge of cell deformation and activates a mechanotransduction pathway that controls actomyosin contractility and migration plasticity. The cell nucleus thereby allows cells to adapt their behavior to the local tissue microenvironment. Science , this issue p. eaba2644 , p. eaba2894 ; see also p. 295

Abstract Mechanics has been a central focus of physical biology in the past decade. In comparison, the osmotic and electric properties of cells are less understood. Here we show that a parameter central to both the physics and the physiology of the cell, its volume, depends on a mechano-osmotic coupling. We found that cells change their volume depending on the rate at which they change shape, when they spread, migrate or are externally deformed. Cells undergo slow deformation at constant volume, while fast deformation leads to volume loss. We propose a mechano-sensitive pump and leak model to explain this phenomenon. Our model and experiments suggest that volume modulation depends on the state of the actin cortex and the coupling of ion fluxes to membrane tension. This mechano-osmotic coupling defines a membrane tension homeostasis module constantly at work in cells, causing volume fluctuations associated with fast cell shape changes, with potential consequences on cellular physiology.

ABSTRACT Diploid and stable karyotypes are associated with health and fitness in animals. In contrast, whole genome duplications (WGDs) - doubling full chromosome content - are linked to genetic instability (GIN) and frequently found in human cancers 1–3 . It has been established that WGDs fuel chromosome instability through abnormal mitosis 4–8 , however, the immediate consequences of tetraploidy in the first interphase are not known. This is an essential question because single WGD events such as cytokinesis failure can promote tumorigenesis 9 . Here, we found that newly born tetraploid human cells undergo high rates of DNA damage during DNA replication in the first S-phase. Using DNA combing and single cell sequencing, we show that DNA replication dynamics is perturbed, generating under- and over-replicated regions. Mechanistically, we found that these defects result from the lack of protein mass scaling up at the G1/S transition, which impairs the fidelity of DNA replication. This work shows that within a single interphase, unscheduled tetraploid cells can acquire highly abnormal karyotypes. These findings provide an explanation for the GIN landscape that favors tumorigenesis after tetraploidization.

Migrating cells face varied mechanical and physical barriers in physiological environments, but how they sense and respond to them remains to be fully understood. We used a custom-built "cell squasher" to apply uniaxial pressure to Dictyostelium cells migrating under soft agarose. Within 10 seconds of application, loads of as little as 100 Pa cause cells to move using blebs instead of pseudopods. Cells lose volume and surface area under pressure and their actin dynamics are perturbed. Myosin-II is recruited to the cortex, potentially increasing contractility and so driving blebbing. The blebbing response depends on extra-cellular calcium, is accompanied by increased cytosolic calcium and largely abrogated in null mutants of the Piezo stretch-operated channel. We propose that migrating cells sense mechanical force through mechano-sensitive channels, leading to an influx of calcium and cortical recruitment of myosin, thus re-directing the motile apparatus to produce blebs rather than pseudopods.

Abstract Large transcellular pores elicited by bacterial mono-ADP-ribosyltransferase (mART) exotoxins inhibiting the small RhoA GTPase compromise the endothelial barrier. Recent advances in biophysical modeling point towards membrane tension and bending rigidity as the minimal set of mechanical parameters determining the nucleation and maximal size of transendothelial cell macroaperture (TEM) tunnels induced by bacterial RhoA-targeting mART exotoxins. We report that cellular depletion of caveolin-1, the membrane-embedded building block of caveolae, and depletion of cavin-1, the master regulator of caveolae invaginations, increase the number of TEM per cell. The enhanced nucleation of TEM correlates with a reduction of cell height, due to the increase of cell spreading and decrease of cell volume, which, together with the disruption of RhoA-driven F-actin meshwork, favor membrane apposition for TEM nucleation. Strikingly, caveolin-1 specifically controls the opening speed of TEMs leading to their dramatic 5.4-fold larger widening. Consistent with the increase of TEM density and width in siCAV1 cells, we record a higher lethality in caveolin-1-deficient mice subjected to a catalytically active mART exotoxin targeting RhoA during staphylococcal bloodstream infection. Combined theoretical modeling with independent biophysical measurements of plasma membrane bending rigidity point toward a specific contribution of caveolin-1 to membrane stiffening in addition to the role of cavin-1/caveolin-1-dependent caveolae in the control of membrane tension homeostasis.

The chemical, physical and mechanical properties of the extra-cellular environment have a strong effect on cell migration. Aspects such as pore-size or stiffness of the matrix influence the selection of the mechanism used by cells to propel themselves, including pseudopod or blebbing. How a cell perceives its environment,and how such a cue triggers a change in behaviour are largely unknown, but mechanics is likely to be involved. Because mechanical conditions are often controlled by modifying the composition of the environment, separating chemical and physical contributions is difficult and requires multiple controls. Here we propose a simple method to impose a mechanical compression on individual cells without altering the composition of the gel. Live imaging during compression provides accurate information about the cell's morphology and migratory phenotype. Using Dictyostelium as a model, we observe that a compression of the order of 500Pa flattens the cells under gel by up to 50%. This uniaxial compression directly triggers a transition in the mode of migration, from primarily pseudopodial to bleb driven, in less than 30 sec. This novel device is therefore capable of influencing cell migration in real time and offers a convenient approach to systematically study mechanotransduction in confined environments.

The microscopic environment inside a metazoan organism is highly crowded. Whether individual cells can tailor their behavior to the limited space remains unclear. Here, we found that cells measure the degree of spatial confinement using their largest and stiffest organelle, the nucleus. Cell confinement below a resting nucleus size deforms the nucleus, which expands and stretches its envelope. This activates signaling to the actomyosin cortex via nuclear envelope stretch-sensitive proteins, upregulating cell contractility. We established that the tailored contractile response constitutes a nuclear ruler-based signaling pathway involved in migratory cell behaviors. Cells rely on the nuclear ruler to modulate the motive force enabling their passage through restrictive pores in complex three-dimensional (3D) environments, a process relevant to cancer cell invasion, immune responses and embryonic development.