The Ehlers–Danlos syndromes (EDS) are a clinically and genetically heterogeneous group of heritable connective tissue disorders (HCTDs) characterized by joint hypermobility, skin hyperextensibility, and tissue fragility. Over the past two decades, the Villefranche Nosology, which delineated six subtypes, has been widely used as the standard for clinical diagnosis of EDS. For most of these subtypes, mutations had been identified in collagen‐encoding genes, or in genes encoding collagen‐modifying enzymes. Since its publication in 1998, a whole spectrum of novel EDS subtypes has been described, and mutations have been identified in an array of novel genes. The International EDS Consortium proposes a revised EDS classification, which recognizes 13 subtypes. For each of the subtypes, we propose a set of clinical criteria that are suggestive for the diagnosis. However, in view of the vast genetic heterogeneity and phenotypic variability of the EDS subtypes, and the clinical overlap between EDS subtypes, but also with other HCTDs, the definite diagnosis of all EDS subtypes, except for the hypermobile type, relies on molecular confirmation with identification of (a) causative genetic variant(s). We also revised the clinical criteria for hypermobile EDS in order to allow for a better distinction from other joint hypermobility disorders. To satisfy research needs, we also propose a pathogenetic scheme, that regroups EDS subtypes for which the causative proteins function within the same pathway. We hope that the revised International EDS Classification will serve as a new standard for the diagnosis of EDS and will provide a framework for future research purposes. © 2017 Wiley Periodicals, Inc.

Mutant ataxin-1, the expanded polyglutamine protein causing spinocerebellar ataxia type 1 (SCA1), aggregates in ubiquitin-positive nuclear inclusions (NI) that alter proteasome distribution in affected SCA1 patient neurons. Here, we observed that ataxin-1 is degraded by the ubiquitin-proteasome pathway. While ataxin-1 [2Q] and mutant ataxin-1 [92Q] are polyubiquitinated equally well in vitro, the mutant form is three times more resistant to degradation. Inhibiting proteasomal degradation promotes ataxin-1 aggregation in transfected cells. And in mice, Purkinje cells that express mutant ataxin-1 but not a ubiquitin-protein ligase have significantly fewer NIs. Nonetheless, the Purkinje cell pathology is markedly worse than that of SCA1 mice. Taken together, NIs are not necessary to induce neurodegeneration, but impaired proteasomal degradation of mutant ataxin-1 may contribute to SCA1 pathogenesis.

SUMMARY Multiple ongoing clinical trials use site-specific nucleases to disrupt T cell receptor (TCR) genes in order to allow for allogeneic T cell therapy 1–5 . In particular, the first U.S. clinical trial using CRISPR-Cas9 entailed the targeted disruption of the TCR chains and programmed cell death protein 1 (PDCD1) in T cells of refractory cancer patients 6 . Here, we used the same guide RNA sequences and applied single-cell RNA sequencing (scRNAseq) to more than 7000 primary human T cells, transfected with CRISPR-Cas9. Four days post-transfection, we found a loss of chromosome 14, harboring the TCRα locus, in up to 9% of the cells, and a chromosome 14 gain in up to 1.4% of the cells. We further identified truncations of chromosome 7, harboring the TCRβ locus, in 9.9% of the cells. Loss of heterozygosity (LOH) was further validated using fluorescence in situ hybridization (FISH) and the temporal dynamics of cleavage and incomplete repair were monitored using digital droplet PCR (ddPCR). Aneuploidy was found among all T cell subsets and was associated with transcriptional signatures of reduced proliferation and metabolism as well as with induced p53 activation and cell death. We conclude that aneuploidy and chromosomal truncations are frequent outcomes of CRISPR-Cas9 cleavage in clinical protocols. Monitoring and minimizing these aberrant products is crucial for future applications of genome editing in T cell engineering and beyond.