Summary Does fibrotic gut stiffening caused by inflammatory bowel diseases (IBD) direct the fate of intestinal stem cells (ISCs)? To address this question we first developed a novel long-term culture of quasi-3D gut organoids plated on hydrogel matrix of varying stiffness. Stiffening from 0.6kPa to 9.6kPa significantly reduces Lgr5 high ISCs and Ki67 + progenitor cells while promoting their differentiation towards goblet cells. These stiffness-driven events are attributable to YAP nuclear translocation. Matrix stiffening also extends the expression of the stemness marker Olfactomedin 4 (Olfm4) into villus-like regions, mediated by cytoplasmic YAP. We next used single-cell RNA sequencing to generate for the first time the stiffness-regulated transcriptional signatures of ISCs and their differentiated counterparts. These signatures confirm the impact of stiffening on ISC fate and additionally suggest a stiffening-induced switch in metabolic phenotype, from oxidative phosphorylation to glycolysis. Finally, we used colon samples from IBD patients as well as chronic colitis murine models to confirm the in vivo stiffening-induced epithelial deterioration similar to that observed in vitro . Together, these results demonstrate stiffness-dependent ISC reprograming wherein YAP nuclear translocation diminishes ISCs and Ki67 + progenitors and drives their differentiation towards goblet cells, suggesting stiffening as potential target to mitigate gut epithelial deterioration during IBD.

COVID-19 remains a significant public health threat due to the ability of SARS-CoV-2 variants to evade the immune system and cause breakthrough infections. Although pathogenic coronaviruses such as SARS-CoV-2 and MERS-CoV lead to severe respiratory infections, how these viruses affect the chromatin proteomic composition upon infection remains largely uncharacterized. Here we used our recently developed integrative DNA And Protein Tagging (iDAPT) methodology to identify changes in host chromatin accessibility states and chromatin proteomic composition upon infection with pathogenic coronaviruses. SARS-CoV-2 infection induces TP53 stabilization on chromatin, which contributes to its host cytopathic effect. We mapped this TP53 stabilization to the SARS-CoV-2 spike and its propensity to form syncytia, a consequence of cell-cell fusion. Differences in SARS-CoV-2 spike variant-induced syncytia formation modify chromatin accessibility, cellular senescence, and inflammatory cytokine release via TP53. Our findings suggest that differences in syncytia formation alter senescence-associated inflammation, which varies among SARS-CoV-2 variants.

Summary Execution of pluripotency requires progression from the naïve status represented by mouse embryonic stem cells (ESCs) to a condition poised for lineage specification. This process is controlled at transcriptional, post-transcriptional and epigenetic levels and non-coding RNAs are contributors to this regulation complexity. Here we identify a molecular cascade initiated by a long non-coding RNA (lncRNA), Ephemeron ( Epn ), that modulates the dynamics of exit from naïve pluripotency. Epn deletion delays the extinction of ESC identity, an effect mediated by perduring expression of the pivotal transcription factor Nanog. In the absence of Epn , Lin28a expression is reduced, resulting in an elevated level of Mirlet7g that suppresses de novo methyltransferases Dnmt3a/b. Dnmt3a/b deletion also retards exit from the ESC state, and is associated with delayed promoter methylation and slower down-regulation of Nanog. Altogether, our findings reveal a lncRNA/miRNA/DNA methylation axis that facilitates a timely stem cell state transition.

Tracing the lineage history of cells is key to answering diverse and fundamental questions in biology. Particularly in the context of stem cell biology, analysis of single cell lineages in their native state has elucidated novel fates and highlighted heterogeneity of function. Coupling of such ancestry information with other molecular readouts represents an important goal in the field. Here, we describe the CARLIN (for CRISPR Array Repair LINeage tracing) mouse line and corresponding analysis tools that can be used to simultaneously interrogate the lineage and transcriptomic information of single cells in vivo . This model exploits CRISPR technology to generate up to 44,000 transcribed barcodes in an inducible fashion at any point during development or adulthood, is compatible with sequential barcoding, and is fully genetically defined. We have used CARLIN to identify intrinsic biases in the activity of fetal liver hematopoietic stem cell (HSC) clones and to uncover a previously unappreciated clonal bottleneck in the response of HSCs to injury. CARLIN also allows the unbiased identification of transcriptional signatures based on in vivo stem cell function without a need for markers or cell sorting.