YAP1 is a major effector of the Hippo pathway and a well-established oncogene. Elevated YAP1 activity due to mutations in Hippo pathway components or YAP1 amplification is observed in several types of human cancers. Here we investigated its genomic binding landscape in YAP1-activated cancer cells, as well as in non-transformed cells. We demonstrate that TEAD transcription factors mediate YAP1 chromatin-binding genome-wide, further explaining their dominant role as primary mediators of YAP1-transcriptional activity. Moreover, we show that YAP1 largely exerts its transcriptional control via distal enhancers that are marked by H3K27 acetylation and that YAP1 is necessary for this chromatin mark at bound enhancers and the activity of the associated genes. This work establishes YAP1-mediated transcriptional regulation at distal enhancers and provides an expanded set of target genes resulting in a fundamental source to study YAP1 function in a normal and cancer setting.

The Yes‐associated protein (YAP)/Hippo pathway has been implicated in tissue development, regeneration, and tumorigenesis. However, its role in cholangiocarcinoma (CC) is not established. We show that YAP activation is a common feature in CC patient biopsies and human CC cell lines. Using microarray expression profiling of CC cells with overexpressed or down‐regulated YAP, we show that YAP regulates genes involved in proliferation, apoptosis, and angiogenesis. YAP activity promotes CC growth in vitro and in vivo by functionally interacting with TEAD transcription factors (TEADs). YAP activity together with TEADs prevents apoptosis induced by cytotoxic drugs, whereas YAP knockdown sensitizes CC cells to drug‐induced apoptosis. We further show that the proangiogenic microfibrillar‐associated protein 5 (MFAP5) is a direct transcriptional target of YAP/TEAD in CC cells and that secreted MFAP5 promotes tube formation of human microvascular endothelial cells. High YAP activity in human CC xenografts and clinical samples correlates with increased MFAP5 expression and CD31 + vasculature. Conclusions: These findings establish YAP as a key regulator of proliferation and antiapoptotic mechanisms in CC and provide first evidence that YAP promotes angiogenesis by regulating the expression of secreted proangiogenic proteins. (H epatology 2015;62:1497–1510)

Abstract Inflammasomes are intracellular protein complexes that control proteolytic maturation and secretion of inflammatory interleukin-1 (IL-1) family cytokines and are thus important in host defense. While some inflammasomes are activated simply by binding to pathogen-derived molecules, others, including those nucleated by NLRP3 and NLRP1, have more complex activation mechanisms that are not fully understood. We screened a library of small molecules to identify new inflammasome activators that might shed light on activation mechanisms. In addition to validating dipeptidyl peptidase (DPP) inhibitors as NLRP1 activators, we find that clinical tyrosine kinase inhibitors (TKIs) including imatinib and masitinib activate the NLRP3 inflammasome. Mechanistically, these TKIs cause lysosomal swelling and damage, leading to cathepsin-mediated destabilization of myeloid cell membranes and cell lysis. This is accompanied by potassium (K + ) efflux, which activates NLRP3. Both lytic cell death and NLRP3 activation but not lysosomal damage induced by TKIs are prevented by the cytoprotectant high molecular weight polyethylene glycol (PEG). Our study establishes a screening method that can be expanded for inflammasome research and immunostimulatory drug development, and provides new insight into immunological off-targets that may contribute to efficacy or adverse effects of TKIs. One Sentence Summary A functional small molecule screen identifies imatinib, masitinib and other tyrosine kinase inhibitors that destabilize myeloid cell lysosomes, leading to cell lysis and K + efflux-dependent NLRP3 inflammasome activation.

Genetic knock-in using homology directed repair is an inefficient process, requiring selection of few modified cells and hindering its application to primary cells. Here we describe Homology independent gene Tagging (HiTag), a method to tag a protein of interest by CRISPR in up to 66% transfected cells with one single electroporation. The technique has proven effective in various cell types, can be used to knock in a fluorescent protein for live cell imaging, to modify the cellular location of a target protein and to monitor levels of a protein of interest by a luciferase assay in primary cells.