Abstract We introduce BacDrop, a highly scalable technology for bacterial single-cell RNA sequencing that has overcome many challenges hindering the development of scRNA-seq in bacteria. BacDrop can be applied to thousands or millions of cells from both gram-negative and gram-positive species. It features universal ribosomal RNA depletion and combinatorial barcodes that enable multiplexing and massively parallel sequencing. We applied BacDrop to study Klebsiella pneumoniae clinical isolates and to elucidate their heterogeneous responses to antibiotic stress. In an unperturbed population presumed to be homogenous, we find within- population heterogeneity largely driven by the expression of mobile genetic elements that promote the evolution of antibiotic resistance. Under antibiotic perturbation, BacDrop revealed transcriptionally distinct subpopulations associated with different phenotypic outcomes including antibiotic persistence. BacDrop thus can capture cellular states that cannot be detected by bulk RNA-seq, which will unlock new microbiological insights into bacterial responses to perturbations and larger bacterial communities such as the microbiome.

Abstract Rapid and accurate diagnosis of infections is fundamental to individual patient care and public health management. Nucleic acid detection methods are critical to this effort, but are limited either in the breadth of pathogens targeted or by the expertise and infrastructure required. We present here a high-throughput system that enables rapid identification of bacterial pathogens, bCARMEN, which utilizes: (1) modular CRISPR-Cas13-based nucleic acid detection with enhanced sensitivity and specificity; and (2) a droplet microfluidic system that enables thousands of simultaneous, spatially multiplexed detection reactions at nanoliter volumes; and (3) a novel pre-amplification strategy that further enhances sensitivity and specificity. We demonstrate bCARMEN is capable of detecting and discriminating 52 clinically relevant bacterial species and several key antibiotic resistance genes. We further develop a proof of principle system for use with stabilized reagents and a simple workflow with optical readout using a cell phone camera, opening up the possibility of a rapid point-of-care multiplexed bacterial pathogen identification and antibiotic susceptibility testing. Significance Statement In this paper, we use a novel primer design method combined with droplet-based CRISPR Cas13 detection to distinguish 52 clinically relevant bacterial pathogens in a single assay. We also apply the method to detect and distinguish a panel of major antibiotic resistance genes, which is of critical importance in this era of rising antibiotic resistance. Finally, we make key advances towards making our diagnostic assay deployable at the point-of-care, with a simplified emulsion-free assay process that uses mobile phone camera for detection and reduces infrastructure/skilled labor requirements.

Abstract In this era of rising antibiotic resistance, in contrast to our increasing understanding of mechanisms that cause resistance, our understanding of mechanisms that influence the propensity to evolve resistance remains limited. Here, we identified genetic factors that facilitate the evolution of resistance to carbapenems, the antibiotic of “last resort,” in Klebsiella pneumoniae , the major carbapenem resistant species. In clinical isolates, we found that high-level transposon insertional mutagenesis plays an important role in contributing to high-level resistance frequencies in several major and emerging carbapenem-resistant lineages. A broader spectrum of resistance-conferring mutations for select carbapenems such as ertapenem also enables higher resistance frequencies and importantly, creates stepping-stones to achieve high-level resistance to all carbapenems. These mutational mechanisms can contribute to the evolution of resistance, in conjunction with the loss of systems that restrict horizontal resistance gene uptake, such as the CRISPR-Cas system. Given the need for greater antibiotic stewardship, these findings argue that in addition to considering the current efficacy of an antibiotic for a clinical isolate in antibiotic selection, considerations of future efficacy are also important. The genetic background of a clinical isolate and the exact antibiotic identity can and should also be considered as it is a determinant of a strain’s propensity to become resistant. Together, these findings thus provide a molecular framework for understanding acquisition of carbapenem resistance in K. pneumoniae with important implications for diagnosing and treating this important class of pathogens.

Abstract Background Carbapenem-resistant Enterobacterales (CRE) are an urgent global health threat. Inferring the dynamics of local CRE dissemination is currently limited by our inability to confidently trace the spread of resistance determinants to unrelated bacterial hosts. Whole genome sequence comparison is useful for identifying CRE clonal transmission and outbreaks, but high-frequency horizontal gene transfer (HGT) of carbapenem resistance genes and subsequent genome rearrangement complicate tracing the local persistence and mobilization of these genes across organisms. Methods To overcome this limitation, we developed a new approach to identify recent HGT of large, near-identical plasmid segments across species boundaries, which also allowed us to overcome technical challenges with genome assembly. We applied this to complete and near-complete genome assemblies to examine the local spread of CRE in a systematic, prospective collection of all CRE, as well as time- and species-matched carbapenem susceptible Enterobacterales , isolated from patients from four U.S. hospitals over nearly five years. Results Our CRE collection comprised a diverse range of species, lineages and carbapenem resistance mechanisms, many of which were encoded on a variety of promiscuous plasmid types. We found and quantified rearrangement, persistence, and repeated transfer of plasmid segments, including those harboring carbapenemases, between organisms over multiple years. Some plasmid segments were found to be strongly associated with specific locales, thus representing geographic signatures that make it possible to trace recent and localized HGT events. Functional analysis of these signatures revealed genes commonly found in plasmids of nosocomial pathogens, such as functions required for plasmid retention and spread, as well survival against a variety of antibiotic and antiseptics common to the hospital environment. Conclusions Collectively, the framework we developed provides a clearer, high resolution picture of the epidemiology of antibiotic resistance importation, spread, and persistence in patients and healthcare networks.