Abstract The CRISPR-Cas system is a powerful tool for generating genetically modified animals; however, targeted knock-in (KI) via homologous recombination remains difficult in zygotes. Here we show efficient gene KI in rats by combining CRISPR-Cas with single-stranded oligodeoxynucleotides (ssODNs). First, a 1-kb ssODN co-injected with guide RNA (gRNA) and Cas9 messenger RNA produce GFP-KI at the rat Thy1 locus. Then, two gRNAs with two 80-bp ssODNs direct efficient integration of a 5.5-kb CAG-GFP vector into the Rosa26 locus via ssODN-mediated end joining. This protocol also achieves KI of a 200-kb BAC containing the human SIRPA locus, concomitantly knocking out the rat Sirpa gene. Finally, three gRNAs and two ssODNs replace 58-kb of the rat Cyp2d cluster with a 6.2-kb human CYP2D6 gene. These ssODN-mediated KI protocols can be applied to any target site with any donor vector without the need to construct homology arms, thus simplifying genome engineering in living organisms.

Repeat expansion disorders, exemplified by myotonic dystrophy type 1 (DM1), present challenges in diagnostic quantification because of the variability and complexity of repeat lengths. Traditional diagnostic methods, including PCR and Southern blotting, exhibit limitations in sensitivity and specificity, necessitating the development of innovative approaches for precise and rapid diagnosis. Here, we introduce a CRISPR-based diagnostic method, REPLICA (repeat-primed locating of inherited disease by Cas3), for the quantification and rapid diagnosis of DM1. This method, using in vitro-assembled CRISPR-Cas3, demonstrates superior sensitivity and specificity in quantifying CTG repeat expansion lengths, correlated with disease severity. We also validate the robustness and accuracy of CRISPR diagnostics in quantitatively diagnosing DM1 using patient genomes. Furthermore, we optimize a REPLICA-based assay for point-of-care-testing using lateral flow test strips, facilitating rapid screening and detection. In summary, REPLICA-based CRISPR diagnostics offer precise and rapid detection of repeat expansion disorders, promising personalized treatment strategies.

Summary Hematopoietic stem cell (HSC) transplantation is extensively studied in mouse models, but their limited scale presents challenges for effective engraftment and comprehensive evaluations. Rats, due to their larger size and anatomical similarity to humans, offer a promising alternative. In this study, we establish a rat model with the Kit V834M mutation, mirroring Kit W41 mice often used in KIT signaling and HSC research. Kit V834M rats are viable and fertile, displaying anemia and mast cell depletion similar to Kit W41 mice. The mutation affects myeloid cell proliferation and differentiation, as seen in the colony-forming unit granulocyte-macrophage assay. Importantly, Kit V834M rats support donor rat-HSC engraftment without irradiation. Competitive transplantation assays reveal reduced reconstruction capacity in Kit V834M HSCs. Leveraging the larger scale of this rat model enhances our understanding of HSC biology and transplantation dynamics, potentially advancing our knowledge in this field.

The type I CRISPR system has recently emerged as a promising tool, especially for large-scale genomic modification, but its application to generate model animals by editing zygotes had not been established. In this study, we demonstrate genome editing in zygotes using the type I-E CRISPR-Cas3 system, which efficiently generates deletions of several thousand base pairs at targeted loci in mice with 40%–70% editing efficiency without off-target mutations. To overcome the difficulties associated with detecting the variable deletions, we used a newly long-read sequencing-based multiplex genotyping approach. Demonstrating remarkable versatility, our Cas3-based technique was successfully extended to rats as well as mice, even by zygote electroporation methods. Knockin for SNP exchange and genomic replacement with a donor plasmid were also achieved in mice. This pioneering work with the type I CRISPR zygote editing system offers increased flexibility and broader applications in genetic engineering across different species.

CRISPR–Cas9 gene editing technology has considerably facilitated the generation of mouse knockout alleles, relieving many of the cumbersome and time-consuming steps of traditional mouse embryonic stem cell technology. However, the generation of conditional knockout alleles remains an important challenge. An earlier study reported up to 16% efficiency in generating conditional knockout alleles in mice using 2 single guide RNAs (sgRNA) and 2 single-stranded oligonucleotides (ssODN) (2sgRNA–2ssODN). We re-evaluated this method from a large data set generated from a consortium consisting of 17 transgenic core facilities or laboratories or programs across the world. The dataset constituted 17,887 microinjected or electroporated zygotes and 1,718 live born mice, of which only 15 (0.87%) mice harbored 2 correct LoxP insertions in cis configuration indicating a very low efficiency of the method. To determine the factors required to successfully generate conditional alleles using the 2sgRNA–2ssODN approach, we performed a generalized linear regression model. We show that factors such as the concentration of the sgRNA, Cas9 protein or the distance between the placement of LoxP insertions were not predictive for the success of this technique. The major predictor affecting the method's success was the probability of simultaneously inserting intact proximal and distal LoxP sequences, without the loss of the DNA segment between the two sgRNA cleavage sites. Our analysis of a large data set indicates that the 2sgRNA–2ssODN method generates a large number of undesired alleles (>99%), and a very small number of desired alleles (<1%) requiring, on average 1,192 zygotes.

Abstract Type I CRISPR-Cas3 uses an RNA-guided multi Cas-protein complex, Cascade, which detects and degrades foreign nucleic acids via the helicase-nuclease Cas3 protein. Despite many studies using cryoEM and smFRET, the precise mechanism of Cas3-mediated cleavage and degradation of target DNA remains elusive. Here we reconstitute the CRISPR-Cas3 system in vitro to show how the Escherichia coli Cas3 (EcoCas3) with EcoCascade exhibits collateral non-specific ssDNA cleavage and target specific DNA degradation. Partial binding of EcoCascade to target DNA with tolerated mismatches within the spacer sequence, but not the PAM, elicits collateral ssDNA cleavage activity of recruited EcoCas3. Conversely, stable binding with complete R-loop formation drives EcoCas3 to nick the non-target strand (NTS) in the bound DNA. Helicase-dependent unwinding then combines with trans ssDNA cleavage of the target strand and repetitive cis cleavage of the NTS to degrade the target dsDNA substrate. High-speed atomic force microscopy demonstrates that EcoCas3 bound to EcoCascade repeatedly reels and releases the target DNA, followed by target fragmentation. Together, these results provide a revised model for collateral ssDNA cleavage and target dsDNA degradation by CRISPR-Cas3, furthering understanding of type I CRISPR priming and interference and informing future genome editing tools.