Perennial grasses are promising feedstocks for biofuel production, with potential for leveraging their native microbiomes to increase their productivity and resilience to environmental stress. Here, we characterize the 16S rRNA gene diversity and seasonal assembly of bacterial and archaeal microbiomes of two perennial cellulosic feedstocks, switchgrass (Panicum virgatum L.) and miscanthus (Miscanthus x giganteus). We sample leaves and soil every three weeks from pre-emergence through senescence for two consecutive switchgrass growing seasons and one miscanthus season, and identify core leaf taxa based on occupancy. Virtually all leaf taxa are also detected in soil; source-sink modeling shows non-random, ecological filtering by the leaf, suggesting that soil is an important reservoir of phyllosphere diversity. Core leaf taxa include early, mid, and late season groups that were consistent across years and crops. This consistency in leaf microbiome dynamics and core members is promising for microbiome manipulation or management to support crop production.

Abstract Like other plant compartments, the seed harbors a microbiome. The members of the seed microbiome are the first to colonize a germinating seedling, and they initiate the trajectory of microbiome assembly for the next plant generation. Therefore, the members of the seed microbiome are important for the dynamics of plant microbiome assembly and the vertical transmission of potentially beneficial symbionts. However, it remains challenging to assess the microbiome at the individual seed level (and, therefore, for the future individual plant) due to low endophytic microbial biomass, seed exudates that can select for particular members, and high plant and plastid contamination of resulting reads. Here, we report a protocol for extracting metagenomic DNA from an individual seed (common bean, Phaseolus vulgaris L.) with minimal disruption of host tissue, which we expect to be generalizable to other medium-and large-seed plant species. We applied this protocol to quantify the 16S rRNA V4 and ITS2 amplicon composition and variability for individual seeds harvested from replicate common bean plants grown under standard, controlled conditions to maintain health. Using metagenomic DNA extractions from individual seeds, we compared seed-to-seed, pod-to-pod, and plant-to-plant microbiomes, and found highest microbiome variability at the plant level. This suggests that several seeds from the same plant could be pooled for microbiome assessment, given experimental designs that apply treatments at the maternal plant level. This study adds protocols and insights to the growing toolkit of approaches to understand the plant-microbiome engagements that support the health of agricultural and environmental ecosystems.

Abstract Plants and microorganisms form beneficial associations. Understanding plant-microbe interactions will inform microbiome management to enhance crop productivity and resilience to stress. Here, we apply a genome-centric approach to identify key leaf microbiome members on field-grown switchgrass and miscanthus, and quantify their activities for switchgrass over two growing seasons. We integrate metagenome and metatranscriptome sequencing from 192 leaf samples collected over key time points in crop phenology. We curated 40 focal metagenome-assembled-genomes (MAGs) and conservatively focus analysis on transcript recruitment to medium and high-quality MAGs that were <10% contaminated and >50% complete. Classes represented by these MAGs (Actinomycetia, Alpha- and Gamma-Proteobacteria, and Bacteroidota) were active and had seasonal dynamics in key functions, including enrichments in transcripts for of short chain dehydrogenase, molybdopterin oxioreductase, and polyketide cyclase in the late season. The majority of MAGs had activated stress-associated pathways, including trehalose metabolism, indole acetic acid degradation, betaine biosynthesis, and reactive oxygen species degradation, suggesting direct engagement with the host environment. We also detected seasonally activated biosynthetic pathways for terpenes (carotenoid and isoprenoids), and for various non-ribosomal peptide pathways that were poorly annotated. Overall, this study overcame laboratory and bioinformatic challenges associated with field-based leaf metatranscriptome analysis to inform potential key activities of these phyllosphere populations. These activities collectively support that leaf-associated bacterial populations are seasonally dynamic, responsive to host cues and interactively engage in feedbacks with the plant.

SUMMARY Frequent fluctuations in sulfate availability rendered syntrophic interactions between the sulfate reducing bacterium Desulfovibrio vulgaris ( Dv ) and the methanogenic archaeon Methanococcus maripaludis ( Mm ) unsustainable. By contrast, prolonged laboratory evolution in obligate syntrophy conditions improved the productivity of this community but at the expense of erosion of sulfate respiration (SR). Hence, we sought to understand the evolutionary trajectories that could both increase the productivity of syntrophic interactions and sustain SR. We combined a temporal and combinatorial survey of mutations accumulated over 1000 generations of 9 independently-evolved communities with analysis of the genotypic structure for one community down to the single-cell level. We discovered a high level of parallelism across communities despite considerable variance in their evolutionary trajectories and the perseverance of a rare SR+ Dv lineage within many evolution lines. An in-depth investigation revealed that synergistic epistasis across Dv and Mm genotypes had enhanced cooperativity within SR- and SR+ assemblages, allowing their co-existence as r - and K -strategists, respectively.

Abstract Microbiomes play a pivotal role in plant growth and health, but the genetic factors involved in microbiome assembly remain largely elusive. Here, 16S amplicon and metagenomic features of the rhizosphere microbiome were mapped as quantitative traits of a recombinant inbred line population of a cross between wild and domesticated tomato. Gene content analysis of prioritized tomato QTLs suggested a genetic basis for differential recruitment of various rhizobacterial lineages, including a Streptomyces -associated 6.31-Mbp region harboring tomato domestication sweeps and encoding, among others, the iron regulator FIT and the aquaporin SlTIP2.3. Within metagenome-assembled genomes of the rhizobacterial lineages Streptomyces and Cellvibrio , we identified microbial genes involved in metabolism of plant polysaccharides, iron, sulfur, trehalose, and vitamins, whose genetic variation associated with either modern or wild tomato QTLs. Integrating ‘microbiomics’ and quantitative plant genetics pinpointed putative plant and reciprocal microbial traits underlying microbiome assembly, thereby providing the first step towards plant-microbiome breeding programs.

Plants recruit soil microbes that provide nutrients, promote growth and protect against pathogens[1][1]–[3][2]. However, the full potential of microbial communities for supporting plant health and agriculture is unrealized [4][3]–[6][4], in part because rhizosphere members key for plant health are difficult to prioritize[7][5]. Microbes that ubiquitously associate with a plant species across large spatial scales and varied soil conditions provide a practical starting point for discovering beneficial members[7][5]. Here, we quantified the structures of bacterial/archaeal and fungal communities in the common bean rhizosphere ( Phaseolus vulgaris ), and assessed its core membership across space and time. To assess a spatial core, two divergent bean genotypes were grown in field conditions across five major growing regions in the United States, and then also compared to eight genotypes grown in Colombian soil. To assess a temporal core, we conducted a time course of rhizosphere and rhizoplane microbiome members over bean development in the field. Surprisingly, there were 48 persistent bacterial taxa that were detected in all samples, inclusive of U.S. and Colombian-grown beans and over plant development, suggesting cosmopolitan enrichment and time-independence. Neutral models of abundance-occupancy relationships and co-occurrence networks show that many of these core taxa are deterministically selected and likely in intimate relationships with the plant. Many of the core taxa were yet-uncultured and affiliated with Proteobacteria; these taxa are prime targets in support of translational plant-microbiome management. More generally, this work reveals that core members of the plant microbiome can have both broad ranges and temporal persistence with their host, suggesting intimate, albeit possibly opportunistic, interactions. [1]: #ref-1 [2]: #ref-3 [3]: #ref-4 [4]: #ref-6 [5]: #ref-7

Abstract How the microaerobic pathogen Campylobacter jejuni establishes its niche and expands in the gut lumen during infection is poorly understood. Using six-week-old ferrets as a natural disease model, we examined this aspect of C. jejuni pathogenicity. Unlike mice, which require significant genetic or physiological manipulation to become colonized with C. jejuni , ferrets are readily infected without the need to disarm the immune system or alter the gut microbiota. Disease after C. jejuni infection in ferrets reflects closely how human C. jejuni infection proceeds. Rapid growth of C. jejuni and associated intestinal inflammation was observed within two-three days of infection. We observed pathophysiological changes that were noted by cryptic hyperplasia through the induction of tissue repair systems, accumulation of undifferentiated amplifying cells on the colon surface, and instability of HIF-1α in colonocytes, which indicated increased epithelial oxygenation. Metabolomic analysis demonstrated that lactate levels in colon content were elevated in infected animals. A C. jejuni mutant lacking lctP , which encodes an L-lactate transporter, was significantly decreased for colonization during infection. Lactate also influences adhesion and invasion by C. jejuni to a colon carcinoma cell line (HCT116). The oxygenation required for expression of lactate transporter ( lctP ) led to discovery of a putative thiol based redox switch regulator (LctR) that may repress lctP transcription under anaerobic conditions. Our work provides new insights into the pathogenicity of C. jejuni . Significance There is a gap in knowledge about the mechanisms by which C. jejuni populations expand during infection. Using an animal model which accurately reflects human infection without the need to alter the host microbiome or the immune system prior to infection, we explored pathophysiological alterations of the gut after C. jejuni infection. Our study identified the gut metabolite L-lactate as playing an important role as a growth substrate for C. jejuni during acute infection. We identified a DNA binding protein, LctR, that binds to the lctP promoter and may repress lctP expression, resulting in decreased lactate transport under low oxygen levels. This work provides new insights about C. jejuni pathogenicity.

Abstract Plants recruit soil microbes that provide nutrients, promote growth and protect against pathogens 1–3 . However, the full potential of microbial communities for supporting plant health and agriculture is unrealized 4–6 , in part because rhizosphere members key for plant health are difficult to prioritize 7 . Microbes that ubiquitously associate with a plant species across large spatial scales and varied soil conditions provide a practical starting point for discovering beneficial members 7 . Here, we quantified the structures of bacterial/archaeal and fungal communities in the common bean rhizosphere ( Phaseolus vulgaris ), and assessed its core membership across space and time. To assess a spatial core, two divergent bean genotypes were grown in field conditions across five major growing regions in the United States, and then also compared to eight genotypes grown in Colombian soil. To assess a temporal core, we conducted a time course of rhizosphere and rhizoplane microbiome members over bean development in the field. Surprisingly, there were 48 persistent bacterial taxa that were detected in all samples, inclusive of U.S. and Colombian-grown beans and over plant development, suggesting cosmopolitan enrichment and time-independence. Neutral models of abundance-occupancy relationships and co-occurrence networks show that many of these core taxa are deterministically selected and likely in intimate relationships with the plant. Many of the core taxa were yet-uncultured and affiliated with Proteobacteria; these taxa are prime targets in support of translational plant-microbiome management. More generally, this work reveals that core members of the plant microbiome can have both broad ranges and temporal persistence with their host, suggesting intimate, albeit possibly opportunistic, interactions.

Perennial grasses are promising feedstocks for biofuel production, and there is potential to leverage their native microbiomes to increase their productivity and resilience to environmental stress. Here, we characterize the 16S rRNA gene diversity and seasonal assembly of bacterial and archaeal microbiomes of two perennial cellulosic feedstocks, switchgrass (Panicum virgatum L.) and miscanthus (Miscanthus × giganteus). We sampled leaves and soil every three weeks from pre-emergence through senescence for two consecutive switchgrass growing seasons and one miscanthus season, and identified core leaf taxa based on abundance and occupancy. Virtually all leaf taxa are also detected in soil; source-sink modeling shows non-random, ecological filtering by the leaf, suggesting that soil is important reservoir of phyllosphere diversity. Core leaf taxa include early, mid, and late season groups that were consistent across years and crops. This consistency in leaf microbiome dynamics and core members is promising for microbiome manipulation or management to support biofuel crop production.