Background: Autism is a heterogenous collection of disorders with a complex molecular underpinning. Evidence from post-mortem brain studies using adult brains have indicated that early prenatal development may be altered in autism. Induced pluripotent stem cells (iPSCs) generated from autistic individuals with macrocephaly also indicate prenatal development as a critical period for this condition. But little is known about early altered cellular events during prenatal stages in autism. Methods: IPSCs were generated from 9 unrelated autistic individuals without macrocephaly and with heterogeneous genetic backgrounds, and 6 typically developing, control, individuals. IPSCs were differentiated towards either cortical or midbrain fates. Gene expression and high throughput cellular phenotyping was used to characterise iPSCs at different stage of differentiation. Results: A subset of autism-iPSC cortical neurons were RNA-sequenced to reveal autism-specific signatures similar to post-mortem brain studies, indicating a potential common biological mechanism. Autism-iPSCs differentiated towards a cortical fate displayed impairments in the ability to self-form into neural rosettes. In addition, autism-iPSCs demonstrated significant differences in rate of cell type assignment of cortical precursors, and dorsal and ventral forebrain precursors. These cellular phenotypes occurred in the absence of alterations in cell proliferation during cortical differentiation, differing from previous studies. Acquisition of cell fate during midbrain differentiation was not different between control- and autism-iPSCs. Conclusions: Taken together, our data indicate that autism-iPSCs diverge from control-iPSCs at a cellular level during early stage of neurodevelopment. This suggests that unique developmental differences associated with autism may be established at early prenatal stages.### Competing Interest StatementThe authors have declared no competing interest.

Abstract Background Deletions in NRXN1 are strongly associated with neurodevelopmental and psychiatric conditions. While exonic deletions are well-studied, intragenic deletions, particularly in intron 5, are less understood and generally consider benign. Recent studies show exonic deletions impact isoform diversity during neurodevelopment, affecting neurogenesis and neuronal function. However, whether intragenic deletions impact isoform expression and neurodevelopment remains underexplored. Methods We used hiPSCs from typically developing individuals (control) and those with NRXN1 intron 5 deletions to study neurodevelopment. HiPSCs were differentiated towards a cortical fate, with NRXN1 isoform expression, molecular differences, and neuronal morphology examined. Results We observed distinct NRXN1 isoform expression dynamics during early neurodevelopment, with two expression peaks post-neuronal induction and NRXN1β being most highly expressed. Both NRXN1 deletion and control lines showed similar acquisition of regional and cell fate identity, but significant differences in NRXN1 isoform expression were observed between deletion and control lines, and between deletion lines. RNA sequencing revealed genotype-dependent alterations, particularly in pathways related to synaptic function and neuronal morphology. Consistent with these findings, NRXN1 deletion lines exhibited altered dendrite outgrowth, with variations between deletion lines. Conclusions Our results indicate a potential role for intron 5 in controlling NRXN1 isoform expression during neurodevelopment. Alterations in gene expression profiles, correlated with morphological changes, suggest a role for NRXN1 isoforms in shaping dendritic morphology. Molecular and cellular differences observed between lines with identical intronic deletions suggest that additional factors, such as genetic background or biological sex, may also play an important role in these phenotypes. Collectively, these findings indicate that NRXN1 intronic deletions are not benign, influencing isoform expression, cellular phenotypes, and neurodevelopment.

Abstract Background The inability to observe relevant biological processes in vivo significantly restricts human neurodevelopmental research. Advances in appropriate in vitro model systems, including patient-specific human brain organoids and human Cortical Spheroids (hCSs) offer a pragmatic solution to this issue. In particular, hCSs are an accessible method of generating homogenous organoids of dorsal telencephalic fate, which recapitulate key aspects of human corticogenesis, including the formation of neural rosettes. These neurogeneic niches give rise to neural progenitors that subsequently differentiate into neurons. Atypical formation of these structures has been associated with neurodevelopmental disorders such as autism spectrum conditions, from studies of patient-specific human induced pluripotent stem cells grown as 2D cultures. Thus far however, conventional methods of tissue preparation in this field limit the ability to image these structures in three-dimensions within intact hSC or other 3D preparations. To overcome this limitation, we have sought to optimise a methodological approach to process hCSs to maximise the utility of a novel Airy-beam light sheet microscope (ALSM) to acquire high resolution volumetric images of internal structures within hCS representative of early developmental time points. Results Conventional approaches to imaging hCS by confocal microscopy were limited in their ability to image effectively into intact spheroids. Conversely, volumetric acquisition by ALSM offered superior imaging through intact, non-clarified, in vitro tissues, in both speed and resolution as compared to conventional confocal imaging systems. Furthermore, optimised immunohistochemistry and optical clearing of hCSs afforded improved imaging at depth. This permitted visualization of the morphology of the inner lumen of neural rosettes. Conclusion We present an optimized methodology that takes advantage of an ALSM system that can rapidly image intact 3D brain organoids at high resolution while retaining a large field of view. This imaging modality can be applied to both non-cleared and cleared in vitro human brain spheroids derived from hiPSCs for precise examination of their internal 3D structures. Furthermore, this process represents a rapid, highly efficient method to examine and quantify in 3D the formation of key structures required for the coordination of neurodevelopmental processes in both health and disease states. We posit that this approach would facilitate investigation of human neurodevelopmental processes.