It might be that early intestinal colonization by bacteria in westernized infants fails to give rise to sufficient immune stimulation to support maturation of regulatory immune mechanisms.The purpose of the present study was to characterize the very early infantile microbiota by using a culture-independent approach and to relate the colonization pattern to development of atopic eczema in the first 18 months of life.Fecal samples were collected from 35 infants at 1 week of age. Twenty infants were healthy, and 15 infants were given diagnoses of atopic eczema at the age of 18 months. The fecal microbiota of the infants was compared by means of terminal restriction fragment length polymorphism (T-RFLP) and temporal temperature gradient gel electrophoresis (TTGE) analysis of amplified 16S rRNA genes.By means of T-RFLP analysis, the median number of peaks, Shannon-Wiener index, and Simpson index of diversity were significantly less for infants with atopic eczema than for infants remaining healthy in the whole group and for the Swedish infants when AluI was used for digestion. The same was found when TTGE patterns were compared. In addition, TTGE analysis showed significantly less bands and lower diversity indices for the British atopic infants compared with those of the control subjects.There is a reduced diversity in the early fecal microbiota of infants with atopic eczema during the first 18 months of life.

ABSTRACT Due to the spread of resistance, antibiotic exposure receives increasing attention. Ecological consequences for the different niches of individual microbiomes are, however, largely ignored. Here, we report the effects of widely used antibiotics (clindamycin, ciprofloxacin, amoxicillin, and minocycline) with different modes of action on the ecology of both the gut and the oral microbiomes in 66 healthy adults from the United Kingdom and Sweden in a two-center randomized placebo-controlled clinical trial. Feces and saliva were collected at baseline, immediately after exposure, and 1, 2, 4, and 12 months after administration of antibiotics or placebo. Sequences of 16S rRNA gene amplicons from all samples and metagenomic shotgun sequences from selected baseline and post-antibiotic-treatment sample pairs were analyzed. Additionally, metagenomic predictions based on 16S rRNA gene amplicon data were performed using PICRUSt. The salivary microbiome was found to be significantly more robust, whereas the antibiotics negatively affected the fecal microbiome: in particular, health-associated butyrate-producing species became strongly underrepresented. Additionally, exposure to different antibiotics enriched genes associated with antibiotic resistance. In conclusion, healthy individuals, exposed to a single antibiotic treatment, undergo considerable microbial shifts and enrichment in antibiotic resistance in their feces, while their salivary microbiome composition remains unexpectedly stable. The health-related consequences for the gut microbiome should increase the awareness of the individual risks involved with antibiotic use, especially in a (diseased) population with an already dysregulated microbiome. On the other hand, understanding the mechanisms behind the resilience of the oral microbiome toward ecological collapse might prove useful in combating microbial dysbiosis elsewhere in the body. IMPORTANCE Many health care professionals use antibiotic prophylaxis strategies to prevent infection after surgery. This practice is under debate since it enhances the spread of antibiotic resistance. Another important reason to avoid nonessential use of antibiotics, the impact on our microbiome, has hardly received attention. In this study, we assessed the impact of antibiotics on the human microbial ecology at two niches. We followed the oral and gut microbiomes in 66 individuals from before, immediately after, and up to 12 months after exposure to different antibiotic classes. The salivary microbiome recovered quickly and was surprisingly robust toward antibiotic-induced disturbance. The fecal microbiome was severely affected by most antibiotics: for months, health-associated butyrate-producing species became strongly underrepresented. Additionally, there was an enrichment of genes associated with antibiotic resistance. Clearly, even a single antibiotic treatment in healthy individuals contributes to the risk of resistance development and leads to long-lasting detrimental shifts in the gut microbiome.

BackgroundStimulation of the immune system by gut microbes might prevent allergy development.ObjectiveThe present study examined the hypothesis that sensitization to food allergens and atopic eczema are influenced by the infantile intestinal colonization pattern.MethodsInfants were recruited perinatally in Göteborg (n = 116), London (n = 108), and Rome (n = 100). Commensal bacteria were identified to the genus or species level in rectal (3 days) and quantitative stool cultures (7, 14, and 28 days and 2, 6, and 12 months of age). At 18 months of age, atopic eczema and total and food-specific IgE levels were assessed. These outcomes were modeled in relation to time to colonization with 11 bacterial groups and to ratios of strict anaerobic to facultative anaerobic bacteria and gram-positive to gram-negative bacteria at certain time points. Study center, mode of delivery, parity, and infant diet were included as covariates.ResultsNeither atopic eczema nor food-specific IgE by 18 months of age were associated with time of acquisition of any particular bacterial group. Cesarean section delayed colonization by Escherichia coli and Bacteroides and Bifidobacterium species, giving way to, for example, Clostridium species. Lack of older siblings was associated with earlier colonization by Clostridium species and lower strict anaerobic/facultative anaerobic ratio at 12 months.ConclusionsThis study does not support the hypothesis that sensitization to foods or atopic eczema in European infants in early life is associated with lack of any particular culturable intestinal commensal bacteria.Clinical implicationsThe nature of the microbial stimulus required for protection from allergy remains to be identified.

Biofilms are major contributors to disease chronicity and are typically multi-species in nature. Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus are leading causes of morbidity and mortality in a variety of chronic diseases but current in vitro dual-species biofilms models involving these pathogens are limited by short co-culture times (24 to 48 hours). Here, we describe the establishment of a stable (240 hour) co-culture biofilm model of P. aeruginosa and S. aureus that is reproducible and more representative of chronic disease. The ability of two P. aeruginosa strains, (PAO1 and a cystic fibrosis isolate, PA21), to form co-culture biofilms with S. aureus was investigated. Co-culture was stable for longer periods using P. aeruginosa PA21 and S. aureus viability within the model improved in the presence of exogenous hemin. Biofilm co-culture was associated with increased tolerance of P. aeruginosa to tobramycin and increased susceptibility of S. aureus to tobramycin and a novel antimicrobial, HT61, previously shown to be more effective against non-dividing cultures of Staphylococcal spp. Biofilm growth was also associated with increased short-term mutation rates; 10-fold for P. aeruginosa and 500-fold for S. aureus. By describing a reproducible 240 hour co-culture biofilm model of P. aeruginosa and S. aureus, we have shown that interspecies interactions between these organisms may influence short-term mutation rates and evolution, which could be of importance in understanding the adaptive processes that lead to the development of antimicrobial resistance.

Staphylococcus aureus is an opportunistic pathogen responsible for a wide range of chronic infections. Disease chronicity is often associated with biofilm formation, a phenotype that confers enhanced tolerance towards antimicrobials, a trait which can be attributed to a dormant, non-dividing subpopulation within the biofilm. Development of antibiofilm agents that target these populations could therefore improve treatment success. HT61 is a quinoline derivative that has demonstrated efficacy towards non-dividing planktonic Staphylococcus spp. and therefore, in principal, could be effective against staphylococcal biofilms. In this study HT61 was tested on mature S. aureus biofilms, assessing both antimicrobial efficacy and characterising the cellular response to treatment. HT61 was found to be more effective than vancomycin in killing S. aureus biofilms (minimum bactericidal concentrations: HT61; 32 mg/L, vancomycin; 64 mg/L), and in reducing biofilm biomass. Scanning electron microscopy of HT61-treated biofilms also revealed disrupted cellular structure and biofilm architecture. HT61 treatment resulted in increased expression of proteins associated with the cell wall stress stimulon and dcw cluster, implying global changes in peptidoglycan and cell wall biosynthesis. Altered expression of metabolic and translational proteins following treatment also confirm a general adaptive response. These findings suggest that HT61 represents a new treatment for S. aureus biofilm-associated infections that are otherwise tolerant to conventional antibiotics targeting actively dividing cells.