The authors report a link between mitosis, the formation of micronuclei and DNA-damage-induced cGAS-dependent inflammation. Ionizing radiation and genotoxic cancer therapy induce innate immunity mechanisms and lead to an increased production of inflammatory cytokines. The delayed nature of this response, which occurs a few days after treatment, is not well understood. Roger Greenberg and colleagues report a link between mitosis, the formation of micronuclei and DNA-damage-induced inflammatory signalling involving the pattern recognition receptor cGAS in cancer cells. The authors advise that temporal modulation of the cell cycle is important to consider in therapeutic approaches involving genotoxic agents and immune checkpoint blockers. Elsewhere in this issue, Andrew Jackson and colleagues provide evidence for an underlying mechanism whereby ruptured micronuclei activate a cell-autonomous inflammatory response via cGAS. Inflammatory gene expression following genotoxic cancer therapy is well documented, yet the events underlying its induction remain poorly understood. Inflammatory cytokines modify the tumour microenvironment by recruiting immune cells and are critical for both local and systemic (abscopal) tumour responses to radiotherapy1. A poorly understood feature of these responses is the delayed onset (days), in contrast to the acute DNA-damage responses that occur in minutes to hours. Such dichotomous kinetics implicate additional rate-limiting steps that are essential for DNA-damage-induced inflammation. Here we show that cell cycle progression through mitosis following double-stranded DNA breaks leads to the formation of micronuclei, which precede activation of inflammatory signalling and are a repository for the pattern-recognition receptor cyclic GMP–AMP synthase (cGAS). Inhibiting progression through mitosis or loss of pattern recognition by stimulator of interferon genes (STING)–cGAS impaired interferon signalling. Moreover, STING loss prevented the regression of abscopal tumours in the context of ionizing radiation and immune checkpoint blockade in vivo. These findings implicate temporal modulation of the cell cycle as an important consideration in the context of therapeutic strategies that combine genotoxic agents with immune checkpoint blockade.

Therapeutic blocking of the PD1 pathway results in significant tumor responses, but resistance is common. We demonstrate that prolonged interferon signaling orchestrates PDL1-dependent and PDL1-independent resistance to immune checkpoint blockade (ICB) and to combinations such as radiation plus anti-CTLA4. Persistent type II interferon signaling allows tumors to acquire STAT1-related epigenomic changes and augments expression of interferon-stimulated genes and ligands for multiple T cell inhibitory receptors. Both type I and II interferons maintain this resistance program. Crippling the program genetically or pharmacologically interferes with multiple inhibitory pathways and expands distinct T cell populations with improved function despite expressing markers of severe exhaustion. Consequently, tumors resistant to multi-agent ICB are rendered responsive to ICB monotherapy. Finally, we observe that biomarkers for interferon-driven resistance associate with clinical progression after anti-PD1 therapy. Thus, the duration of tumor interferon signaling augments adaptive resistance and inhibition of the interferon response bypasses requirements for combinatorial ICB therapies.

Interactions between stromal fibroblasts and cancer cells generate signals for cancer progression, therapy resistance, and inflammatory responses. Although endogenous RNAs acting as damage-associated molecular patterns (DAMPs) for pattern recognition receptors (PRRs) may represent one such signal, these RNAs must remain unrecognized under non-pathological conditions. We show that triggering of stromal NOTCH-MYC by breast cancer cells results in a POL3-driven increase in RN7SL1, an endogenous RNA normally shielded by RNA binding proteins SRP9/14. This increase in RN7SL1 alters its stoichiometry with SRP9/14 and generates unshielded RN7SL1 in stromal exosomes. After exosome transfer to immune cells, unshielded RN7SL1 drives an inflammatory response. Upon transfer to breast cancer cells, unshielded RN7SL1 activates the PRR RIG-I to enhance tumor growth, metastasis, and therapy resistance. Corroborated by evidence from patient tumors and blood, these results demonstrate that regulation of RNA unshielding couples stromal activation with deployment of RNA DAMPs that promote aggressive features of cancer. VIDEO ABSTRACT.

Interferon-gamma (IFNG) augments immune function yet promotes T cell exhaustion through PDL1. How these opposing effects are integrated to impact immune checkpoint blockade (ICB) is unclear. We show that while inhibiting tumor IFNG signaling decreases interferon-stimulated genes (ISGs) in cancer cells, it increases ISGs in immune cells by enhancing IFNG produced by exhausted T cells (TEX). In tumors with favorable antigenicity, these TEX mediate rejection. In tumors with neoantigen or MHC-I loss, TEX instead utilize IFNG to drive maturation of innate immune cells, including a PD1+TRAIL+ ILC1 population. By disabling an inhibitory circuit impacting PD1 and TRAIL, blocking tumor IFNG signaling promotes innate immune killing. Thus, interferon signaling in cancer cells and immune cells oppose each other to establish a regulatory relationship that limits both adaptive and innate immune killing. In melanoma and lung cancer patients, perturbation of this relationship is associated with ICB response independent of tumor mutational burden.

Summary The DNA dependent pattern recognition receptor, cGAS mediates communication between genotoxic stress and the immune system. Mitotic chromosome missegregation is an established stimulator of cGAS activity, however, it is unclear if progression through mitosis is required for cancer cell intrinsic activation of immune mediated anti-tumor responses. Moreover, it is unknown if disruption of cell cycle checkpoints can restore responses in cancer cells that are recalcitrant to DNA damage induced inflammation. Here we demonstrate that prolonged cell cycle arrest at the G2-mitosis boundary from either CDK1 inhibition or excessive DNA damage prevents inflammatory stimulated gene expression and immune mediated destruction of distal tumors. Remarkably, DNA damage induced inflammatory signaling is restored in a cGAS-and RIG-I-dependent manner upon concomitant disruption of p53 and the G2 checkpoint. These findings link aberrant cell progression and p53 loss to an expanded spectrum of damage associated molecular pattern recognition and have implications for the design of rational approaches to augment antitumor immune responses.

Abstract Context An immunohistochemistry (IHC) assay developed to detect lymphocyte-activation gene 3 (LAG-3), a novel immune checkpoint inhibitor target, has demonstrated high analytical precision and interlaboratory reproducibility using a Leica staining platform, but has not been investigated on other IHC staining platforms. Objective To evaluate the performance of LAG-3 IHC assays using the 17B4 antibody clone across widely used IHC staining platforms: Agilent/Dako Autostainer Link 48 (ASL-48) and VENTANA BenchMark ULTRA (VBU) compared with Leica BOND-RX (BOND-RX). Design Eighty formalin-fixed paraffin-embedded melanoma tissue blocks were cut into consecutive sections and evaluated using staining platform–specific IHC assays with the 17B4 antibody clone. Duplicate testing was performed on the BOND-RX platform to assess intraplatform agreement. LAG-3 expression using a numerical score was evaluated by a pathologist and with a digital scoring algorithm. LAG-3 positivity was determined from manual scores using a ≥ 1% cutoff. Results LAG-3 IHC staining patterns and intensities were visually similar across all 3 staining platforms. Pearson correlation was ≥ 0.88 for interplatform and BOND-RX intraplatform concordance when LAG-3 expression was evaluated with a numerical score determined by a pathologist. Correlation increased with a numerical score determined with a digital scoring algorithm (Pearson correlation ≥ 0.93 for all comparisons). Overall percentage agreement was ≥ 77.5% for interplatform and BOND-RX intraplatform comparisons when a ≥ 1% cutoff was used to determine LAG-3 positivity. Conclusions Data from this study demonstrate that LAG-3 expression can be robustly and reproducibly assessed across 3 major commercial IHC staining platforms using the 17B4 antibody clone.

Inflammatory gene expression following genotoxic cancer therapy is well documented, yet the events underlying its induction remain poorly understood. Inflammatory cytokines modify the tumor microenvironment by recruiting immune cells and are critical for both local and systemic (abscopal) tumor responses to radiotherapy. An enigmatic feature of this phenomenon is its delayed onset (days), in contrast to the acute DNA damage responses that occur in minutes to hours. Such dichotomous kinetics implicate additional rate limiting steps that are essential for DNA-damage induced inflammation. Here, we show that cell cycle progression through mitosis following DNA double-strand breaks (DSBs) leads to the formation of micronuclei, which precede activation of inflammatory signaling and are a repository for the pattern recognition receptor cGAS. Inhibiting progression through mitosis or loss of pattern recognition by cGAS-STING impaired interferon signaling and prevented the regression of abscopal tumors in the context of ionizing radiation and immune checkpoint blockade in vivo. These findings implicate temporal modulation of the cell cycle as an important consideration in the context of therapeutic strategies that combine genotoxic agents with immune checkpoint blockade.