Abstract Reverse transcription, an essential event in the HIV-1 lifecycle, requires deoxynucleotide triphosphates (dNTPs) to fuel DNA synthesis, thus requiring penetration of dNTPs into the viral core. The central cavity of the capsid protein (CA) hexamer reveals itself as a plausible channel that allows the passage of dNTPs into assembled capsids. Nevertheless, the molecular mechanism of nucleotide import into the capsid remains unknown. Employing all-atom molecular dynamics simulations, we established that cooperative binding between nucleotides inside a CA hexamer cavity results in energetically-favorable conditions for passive translocation of dNTPs into the HIV-1 capsid. Furthermore, binding of the host cell metabolite inositol hexakisphosphate (IP 6 ) enhances dNTP import, while binding of synthesized molecules like benzenehexacarboxylic acid (BHC) inhibits it. The enhancing effect on reverse transcription by IP 6 and the consequences of interactions between CA and nucleotides were corroborated using atomic force microscopy, transmission electron microscopy, and virological assays. Collectively, our results provide an atomistic description of the permeability of the HIV-1 capsid to small molecules and reveal a novel mechanism for the involvement of metabolites in HIV-1 capsid stabilization, nucleotide import and reverse transcription.

ABSTRACT HIV-1 maturation inhibitors (MIs) interfere with the final step in the viral lifecycle by disrupting the ordered proteolytic processing of the viral Gag polyprotein into its individual domains. Bevirimat (BVM) and its analogs interfere with the final catalytic cleavage of spacer peptide 1 (SP1) from the capsid protein (CA) C-terminal domain (CA CTD ), by binding to and stabilizing the CA CTD -SP1 region. MIs are under development as alternative drugs to augment current antiretroviral therapies. Although promising, their mechanism of action and associated virus resistance pathways remain poorly understood at the molecular, biochemical, and structural levels. Here, we report atomic-resolution magic angle spinning (MAS) NMR structures of microcrystalline assemblies of CA CTD -SP1 complexed with BVM and/or the assembly cofactor inositol hexakisphosphate (IP6). BVM and IP6 can bind simultaneously to SP1, with BVM positioned in the center of its 6-helix bundle in a unique conformation. Importantly, the NMR-observed structural effects of BVM on IP6 binding suggest that the inhibitor stabilizes the 6-helix bundle in multiple ways. In addition, BVM-resistant SP1-A1V and SP1-V7A variants exhibit distinct conformational and binding characteristics. Taken together, our results reveal a novel allosteric mechanism by which BVM disrupts maturation and provide a structural explanation for BVM resistance as well as important guidance for the design of new MIs.

Microtubule-associated proteins (MAPs) perform diverse functions in cells. These functions are dependent on their interactions with microtubules. Dynactin, a cofactor of dynein motor, assists the binding of dynein to various organelles and is crucial to the long-distance processivity of dynein-based complexes. The largest subunit of dynactin, the p150glued, contains a N-terminus segment that is responsible for the microtubule-binding interactions and long-range processivity of dynactin. We employed solution and magic angle spinning NMR spectroscopy to characterize the structure and dynamics of the p150glued N-terminal region, both free and in complex with polymerized microtubules. This 191-residue region encompasses the CAP-Gly domain, the basic domain and serine-proline-rich (SP-rich) domain. We demonstrate that the basic and SP-rich domains are intrinsically disordered in solution and significantly enhance the binding affinity to microtubules as these regions contain the second microtubule-binding site on the p150Glued subunit. The majority of the basic and SP-rich domains are predicted to be random-coil, while the segments S111-I116, A124-R132 and K144-T146 in the basic domain contain short alpha-helical or beta-sheet structures. These three segments possibly encompass the microtubule binding site. Surprisingly, the protein retains high degree of flexibility upon binding to microtubules except for the regions that are directly involved in the binding interactions with microtubules. This conformational flexibility may be essential for the biological functions of the p150Glued subunit.

Abstract Lipid nanoparticles (LNPs) are increasingly finding applications in targeted drug delivery, including for subcutaneous, intravenous, inhalation, and vaccine administration. While a variety of microscopy techniques are widely used for LNP characterization, their resolution does not allow for characterization of the spatial organization of different components, such as the excipients, targeting agents, or even the active ingredient. Herein, an approach is presented to probe the spatial organization of individual constituent groups of LNPs used for siRNA‐based drug delivery, currently in clinical trials, by multinuclear solid‐state magic‐angle‐spinning nuclear magnetic resonance (MAS NMR) spectroscopy. Dynamic nuclear polarization is exploited (DNP) for sensitivity enhancement, together with judicious 2 H labeing, to detect functionally important LNP constituents, the siRNA and the targeting agent (<1–2 w/v%), respectively, and achieve a structural model of the LNP locating the siRNA in the core, the targeting agent below the surface, and the sugars above the lipid bilayer at the surface. The integrated approach presented here is applicable for structural analysis of LNPs and can be extended more generally to other multi‐component biological formulations.