ABSTRACT Chronic myeloid leukemia (CML) is a hematopoietic stem cell disease produced by a unique oncogenic event involving the constitutively active tyrosine kinase (TK) BCR/ABL1 . TK activity explains most features of CML, such as tumor development and maintenance. TK-inhibitory (TKI) drugs have changed its prognosis and natural history. Unfortunately, the ABL1 gene persists unaffected by TKIs, leukemic stem cells (LSCs) remains, resistant mutations arise and adverse effects may occur during treatment. To address this problem, we have designed a potential therapeutic alternative with CRISPR/Cas9 genome editing nucleases that target LSCs. The strategy was successfully developed in murine and human cell lines and finally was evaluated in primary LSCs isolated from CML transgenic mice and from CML patients. Mouse CML-LSCs edited were orthotopic transplanted in immunodeficient NSG niches where restored the normal hematopoiesis. Importantly, patient-derived xenografts with CD34 + -LSCs edited, repopulated and restored the normal hematopoiesis in immunodeficient NSG niches. We show, for the first time, how CRISPR technology efficiently interrupts the BCR/ABL1 oncogene in murine and human LSCs to provide a significant therapeutic benefit. We propose human CML as a potential candidate for CRISPR therapy, providing proof-of-principle for genome editing in CML patients, and open new avenues for the application of this technique in other fusion genes. Key points CRISPR system destroys BCR/ABL oncogene and induces a therapeutic benefit in a CML mouse model and CML patient derived xenografts.

CRISPR/Cas9 enables the generation of knockout cell lines and null zygotes by inducing site-specific double-stranded breaks. In most cases the DSB is repaired by non-homologous end joining, resulting in small nucleotide insertions or deletions that can be used to construct knockout alleles. However, these mutations do not produce the desired null result in all cases, but instead generate a similar, functionally active protein. This effect could limit the therapeutic efficiency of gene therapy strategies based on abrogating oncogene expression, and therefore needs to be considered carefully. If there is an acceptable degree of efficiency of CRISPR/Cas9 delivery to cells, the key step for success lies in the effectiveness of a specific sgRNA at knocking out the oncogene, when only one sgRNA can be used. This study shows that the null effect could be increased with an sgRNA targeting the splice donor site (SDS) of the chosen exon. Following this strategy, the generation of null alleles would be facilitated in two independent ways: the probability of producing a frameshift mutation and the probability of interrupting the canonical mechanism of pre-mRNA splicing. In these contexts, we propose to improve the loss-of-function yield driving the CRISPR system at the SDS of critical exons.