Reversible photoswitching of individual molecules has been demonstrated for a number of mutants of the green fluorescent protein (GFP). To date, however, a limited number of switching events with slow response to light have been achieved at the single-molecule level. Here, we report reversible photoswitching characteristics observed in individual molecules of Dronpa, a mutant of a GFP-like fluorescent protein that was cloned from a coral Pectiniidae. Ensemble spectroscopy shows that intense irradiation at 488 nm changes Dronpa to a dim protonated form, but even weak irradiation at 405 nm restores it to the bright deprotonated form. Although Dronpa exists in an acid–base equilibrium, only the photoinduced protonated form shows the switching behavior. At the single-molecule level, 488- and 405-nm lights can be used to drive the molecule back and forth between the bright and dim states. Such reversible photoswitching could be repeated >100 times. The response speed to irradiation depends almost linearly on the irradiation power, with the response time being in the order of milliseconds. The perfect reversibility of the Dronpa photoswitching allows us to propose a detailed model, which quantitatively describes interconversion among the various states. The fast response of Dronpa to light holds great promise for following fast diffusion or transport of signaling molecules in live cells.

Abstract Tissues achieve their complex spatial organization through an interplay between gene regulatory networks, cell-cell communication, and physical interactions mediated by mechanical forces. Current strategies to generate in-vitro tissues have largely failed to implement such active, dynamically coordinated mechanical manipulations, relying instead on extracellular matrices which respond to, rather than impose mechanical forces. Here we develop devices that enable the actuation of organoids. We show that active mechanical forces increase growth and lead to enhanced patterning in an organoid model of the neural tube derived from single human pluripotent stem cells (hPSC). Using a combination of single-cell transcriptomics and immunohistochemistry, we demonstrate that organoid mechanoregulation due to actuation operates in a temporally restricted competence window, and that organoid response to stretch is mediated extracellularly by matrix stiffness and intracellularly by cytoskeleton contractility and planar cell polarity. Exerting active mechanical forces on organoids using the approaches developed here is widely applicable and should enable the generation of more reproducible, programmable organoid shape, identity and patterns, opening avenues for the use of these tools in regenerative medicine and disease modelling applications.

Abstract Genetically-encoded biosensors based on a single fluorescent protein are widely used to visualize analyte levels or enzymatic activities in cells, though usually to monitor relative changes rather than absolute values. We report photochromism-enabled absolute quantification (PEAQ) biosensing, a method that leverages the photochromic properties of biosensors to provide an absolute measure of the analyte concentration or activity. We develop proof-of-concept photochromic variants of the popular GCaMP family of Ca 2+ biosensors, and show that these can be used to resolve dynamic changes in the absolute Ca 2+ concentration in live cells. We also show how our method can be expanded to fast imaging with reduced illumination intensities or to situations where the absolute illumination intensities are unknown. In principle, PEAQ biosensing can be applied to other biosensors with photochromic properties, thereby expanding the possibilities for fully quantitative measurements in complex and dynamic systems.

Abstract Fluorescent time-lapse experiments often suffer from focus drift, regularly rendering long measurements partially unusable. Frequently, this instability can be traced back to the specific mechanical components of the setup, but even in highly robust implementations z-drift occurs due to small temperature fluctuations which are hard to avoid. To resolve this issue, microscope manufacturers often offer their own interpretation of out-of-focus correction modules for their flagship instruments. However, self-assembled or older systems typically have to fend for their own or adapt their measurements to circumvent drift effects. In this manuscript, we propose a cost-efficient z-drift detection- and correction system that, due to its modular design, can be attached to any fluorescence microscope with an actuated stage or objective, be it in a custom or commercial setup. The reason for this wide applicability is specific to the design, which has a straightforward alignment procedure and allows sharing optics with the fluorescent emission path. Our system employs an infrared (IR) laser that is passed through a double-hole mask to achieve two parallel beams which are made to reflect on the coverslip and subsequently detected on an industrial sCMOS camera. The relative position of these beams is then uniquely linked to the z-position of a microscope-mounted sample. The system was benchmarked by introducing temperature perturbations, where it was shown to achieve a stable focus, and by scanning different positions while simulating a perturbation in the z-position of the stage, where we show that a lost focus can be recovered within seconds.

Abstract We present a novel way to enhance the information content of fluorescence imaging by encoding information in the microscope point-spread function (PSF). In contrast to methods that modify the shape of the PSF itself, our approach encodes the additional information via the creation of faithful copies of the original PSF. Our method is compatible with operation over a broad wavelength range, other PSF engineering modalities, and existing analysis tools. We demonstrate this approach by developing the ‘Circulator’, an optical add-on made of off-the-shelf components that encodes the emission band of the fluorophore into the PSF. The device creates four copies of the original PSF at well-defined relative orientations and positions, where the presence or intensity of each spot indicates the emission color of the fluorophore. Using this device, simultaneous multicolor super-resolution and single-molecule microscopy can be performed using the full field of view of a single camera, resulting in a pronounced increase in experimental throughput. We demonstrate our approach in simultaneous three-color super-resolution imaging with single-molecule localization microscopy (SMLM) and super-resolution optical fluctuation imaging (SOFI).

Super-Resolution (SR) fluorescence microscopy is typically carried out on high-end research microscopes. Super-resolution Optical Fluctuation Imaging (SOFI) is a fast SR technique capable of live-cell imaging, that is compatible with many wide-field microscope systems. However, especially when employing fluorescent proteins, a key part of the imaging system is a very sensitive and well calibrated camera sensor. The substantial costs of such systems preclude many research groups from employing super-resolution imaging techniques.Here, we examine to what extent SOFI can be performed using a range of imaging hardware comprising different technologies and costs. In particular, we quantitatively compare the performance of an industry-grade CMOS camera to both state-of-the-art emCCD and sCMOS detectors, with SOFI-specific metrics. We show that SOFI data can be obtained using a cost-efficient industry-grade sensor, both on commercial and home-built microscope systems, though our analysis also readily exposes the merits of the per-pixel corrections performed in scientific cameras.

Super-resolution fluorescence imaging techniques allow optical imaging of specimens beyond the diffraction limit of light. Super-resolution optical fluctuation imaging (SOFI) relies on computational analysis of stochastic blinking events to obtain a super-resolved image. As with some other super-resolution methods, this strong dependency on computational analysis can make it difficult to gauge how well the resulting images reflect the underlying sample structure. We herein report SOFIevaluator, an unbiased and parameter-free algorithm for calculating a set of metrics that describes the quality of super-resolution fluorescence imaging data for SOFI. We additionally demonstrate how SOFIevaluator can be used to identify fluorescent proteins that perform well for SOFI imaging under different imaging conditions.

Green-to-red photoconvertible fluorescent proteins repeatedly enter dark states, causing interrupted tracks in single-particle-tracking localization microscopy (sptPALM). We identified a long-lived dark state in photoconverted mEos4b that results from isomerization of the chromophore and efficiently absorbs cyan light. Addition of weak 488-nm light swiftly reverts this dark state to the fluorescent state. This strategy largely eliminates slow blinking and enables the recording of significantly longer tracks in sptPALM with minimum effort.

Abstract We present the TriScan, a compact and inexpensive fluorescence microscope that combines the speed of widefield microscopy with the 3D-sectioning capabilities of confocal microscopy. The optical layout is based on an add-on module that combines line-scan confocal imaging with a sensitive camera detector, realized using a simple optical layout that permits the use of arbitrarily fast scanning mirrors. The resulting design is theoretically capable of full field-of-view acquisition rates in the kilohertz regime combined with a diffraction-limited resolution and single-molecule sensitivity. Overall, the TriScan microscope provides the ease-of-use and speed of widefield imaging combined with the optical sectioning of one-photon confocal imaging, in a simple and inexpensive design suitable for a broad variety of settings ranging from research to diagnostic applications and screening. This bioRxiv manuscript describes an ongoing research project and associated preliminary data acquired using an early prototype of the instrument. We welcome and appreciate your enquiries, suggestions, and feedback. Updated versions of this manuscript will be deposited as the project progresses. The author list reflects the core team and points of contact working on this project, but does not reflect all of the contributions made to this research thus far. We are particularly grateful to Damla Temel (formerly KU Leuven) for assistance in the construction of the initial prototype, Lydia Danglot (IPNP Paris) and Hugo Vankelecom (KU Leuven) for providing samples, and Marcel Leutenegger (Max Planck Institute for Biophysical Research) for initial discussions regarding the practical implementation. We also thank the Research Foundation-Flanders (FWO) and the European Research Council for financial support.