Using untargeted metabolomics (n = 1,162 subjects), the plasma metabolite (m/z = 265.1188) phenylacetylglutamine (PAGln) was discovered and then shown in an independent cohort (n = 4,000 subjects) to be associated with cardiovascular disease (CVD) and incident major adverse cardiovascular events (myocardial infarction, stroke, or death). A gut microbiota-derived metabolite, PAGln, was shown to enhance platelet activation-related phenotypes and thrombosis potential in whole blood, isolated platelets, and animal models of arterial injury. Functional and genetic engineering studies with human commensals, coupled with microbial colonization of germ-free mice, showed the microbial porA gene facilitates dietary phenylalanine conversion into phenylacetic acid, with subsequent host generation of PAGln and phenylacetylglycine (PAGly) fostering platelet responsiveness and thrombosis potential. Both gain- and loss-of-function studies employing genetic and pharmacological tools reveal PAGln mediates cellular events through G-protein coupled receptors, including α2A, α2B, and β2-adrenergic receptors. PAGln thus represents a new CVD-promoting gut microbiota-dependent metabolite that signals via adrenergic receptors.Video AbstracteyJraWQiOiI4ZjUxYWNhY2IzYjhiNjNlNzFlYmIzYWFmYTU5NmZmYyIsImFsZyI6IlJTMjU2In0.eyJzdWIiOiI1Y2Q0ZGZhMTNjOWZjODc1ZmQwODJkN2ZhMGZjY2M4OSIsImtpZCI6IjhmNTFhY2FjYjNiOGI2M2U3MWViYjNhYWZhNTk2ZmZjIiwiZXhwIjoxNjc4NTMyOTIxfQ.A7ok2qU77Vr0vgq8j1GPEn0w0uDprE84fuTG3Odr3YHzobK5z0XznViS5PD96VB3Dg1F02Gv-jBxQH-IXc8fryspRQcWNm2KBxypipWF8UeKgaKtAZfye0cRomFeYI5_Iza4mBs9260GDGX112uiizfXMLf_IQV742wepwhstcvKhiq9f2ovi9mQArvBrCO1TWP_-dAEEJO2FElitNSRqkmvZoRQJHwiANR-XGDBdqjQ3ogtfKipDUdkSYz0-BZT29l1rCYWxFY_0S1QDnxc0CZVjuhacEiFOWfmCVZVBIETFqZFE3xtqoqmPQqW80ki4DBLK5KB6xG7plHLvP9i2w(mp4, (36.03 MB) Download video

Extibacter muris is a newly described mouse gut bacterium which metabolizes cholic acid (CA) to deoxycholic acid (DCA) via 7α-dehydroxylation. Although bile acids influence metabolic and inflammatory responses, few in vivo models exist for studying their metabolism and impact on the host. Mice were colonized from birth with the simplified community Oligo-MM12 with or without E. muris. As the metabolism of bile acids is known to affect lipid homeostasis, mice were fed either a low- or high-fat diet for eight weeks before sampling and analyses targeting the gut and liver. Multiple Oligo-MM12 strains were capable of deconjugating primary bile acids in vitro. E. muris produced DCA from CA either as pure compound or in mouse bile. This production was inducible by CA in vitro. Ursodeoxycholic, chenodeoxycholic, and β-muricholic acid were not metabolized under the conditions tested. All gnotobiotic mice were stably colonized with E. muris, which showed higher relative abundances after HF diet feeding. The presence of E. muris had minor, diet-dependent effects on Oligo-MM12 communities. The secondary bile acids DCA and surprisingly LCA and their taurine conjugates were detected exclusively in E. muris-colonized mice. E. muris colonization did not influence body weight, white adipose tissue mass, liver histopathology, hepatic aspartate aminotransferase, or blood levels of cholesterol, insulin, and paralytic peptide (PP). However, proteomics revealed shifts in hepatic pathways involved in amino acid, glucose, lipid, energy, and drug metabolism in E. muris-colonized mice. Liver fatty acid composition was substantially altered by dietary fat but not by E. muris.In summary, E. muris stably colonized the gut of mice harboring a simplified community and produced secondary bile acids, which affected proteomes in the liver. This new gnotobiotic mouse model can now be used to study the pathophysiological role of secondary bile acids in vivo.

Abstract Mammalian species harbor compositionally distinct gut microbial communities, but the mechanisms that maintain specificity of symbionts to host species remain unclear. Here we show that natural selection within house mice ( Mus musculus domesticus ) drives deterministic assembly of the house-mouse gut microbiota from mixtures of native and non-native microbiotas. Competing microbiotas from wild-derived lines of house mice and other mouse species ( Mus and Peromyscus spp.) within germ-free wildtype (WT) and Rag1 -knockout ( Rag1 −/− ) house mice revealed widespread fitness advantages for native gut bacteria. Certain native Bacteriodetes and Firmicutes favored by selection in WT hosts were not favored or disfavored in Rag1 −/− hosts, which lack adaptive immunity, indicating that Rag1 mediates fitness advantages of these strains. This study demonstrates local adaptation of gut microbiota to a mammalian species. One-Sentence Summary Adaptive advantages for native bacteria underlie the assembly of the mouse gut microbiota.

Abstract Background While the translatability of gut microbiome studies utilizing animal models to humans has proven difficult, studying the gut microbiome directly in humans is also challenging due to the existence of many confounding variables. Therefore, we utilized double humanized mice, which have both an engrafted stable human-like gut microbiome and functional human immune system. With this model, we were able to determine the in vivo impact of HIV-1 infection or a high-fat diet (HFD) on gut human microbiome composition, and its relationship with human immune cell activation and systemic inflammation. Results Surgery was performed on NSG mice to create humanized bone-marrow, liver, thymus mice (hu-mice). In order to create double hu-mice, the hu-mice were treated with broad spectrum antibiotics to deplete murine gut bacteria and subsequently transplanted with human fecal material from healthy human donors. We characterized 262 fecal samples from hu-mice, double hu-mice, and human fecal donors to determine the impact of HIV-1 infection or HFD on the gut microbiome and systemic immune activation and inflammation. We found that HIV-1 infection altered the human-like gut microbiome of double hu-mice, which was associated with decreased human CD4 T cells and increased systemic inflammation and immune activation. Further, using a HFD we induced gut microbial dysbiosis in double hu-mice which corresponded with increased systemic immune activation and inflammation. Conclusions Here, we describe the changes in the human gut microbiome and human immune system due to HIV-1 infection or HFD using our double hu-mice model. HIV-1 infection led to changes in the composition of the human-like gut microbiome that was associated with human CD4 T cell loss and high levels of inflammation and immune activation. The HFD quickly changed the composition of the gut microbiome and led to systemic immune activation and inflammation. We further identified a subset of gut bacteria in HIV-1 infected and HFD fed double hu-mice that was closely associated with systemic inflammation and immune activation. This study demonstrated how double humanized mice can be used to study the complex in vivo interactions of the gut microbiome and human immune system in the context of both disease and diet.

Background: Humanized mice featuring a functional human immune system are an important pre-clinical model for examining immune responses to human-specific pathogens. This model has been widely utilized to study diseases that are otherwise impossible or difficult to investigate in humans or with other animal models. However, one limitation of using humanized mice is their native murine gut microbiome, which significantly differs from the one found in humans. These differences may be even greater for mice housed and bred in specific pathogen free conditions. Given the importance of the gut microbiome to human health and disease, these differences may profoundly impact the ability to translate the results from humanized mice studies to human disease. Further, there is a critical need for improved pre-clinical models to study the complex in vivo relationships of the gut microbiome, immune system, and human disease. We therefore created double humanized mice with both a functional human immune system and stable human-like gut microbiome. Results: Surgery was performed on NOD. Cg-PrkdcscidIl2rgtm1Wjl /SzJ (NSG) mice to create bone-marrow, liver, thymus (BLT) humanized mice. After immune reconstitution, mice were treated with broad spectrum antibiotics to deplete murine gut bacteria and then transplanted fecal material from healthy human donors. Characterization of 173 fecal samples obtained from 45 humanized mice revealed that double humanized mice had unique 16S rRNA gene profiles consistent with those of the individual human donor samples. Importantly, transplanted human-like gut microbiomes were stable in mice for the duration of the study, up to 14.5 weeks post-transplant. Microbiomes of double humanized mice also harbored predicted functional capacities that more closely resembled those of the human donors compared to humanized mice. Conclusions: Here, we describe successful engraftment of a stable human microbiome in BLT humanized mice to further improve this preclinical humanized mouse model. These double humanized mice represent a unique and tractable new model to study the complex relationships between the human gut microbiome, human immune system, and human disease in vivo .

Inflammatory bowel diseases (IBD) are likely driven by aberrant immune responses directed against the resident microbiota. Although IBD is commonly associated with a dysbiotic microbiota enriched in putative pathobionts, the etiological agents of IBD remain unknown. Using a pathobiont-induced intestinal inflammation model and a defined bacterial community, we provide new insights into the immune-microbiota interactions during disease. In our model system, the pathobiont Helicobacter bilis instigates disease following sub-pathological dextran sulfate sodium treatment. We show that H. bilis causes mild inflammation in mono-associated mice, but severe disease in the presence of a microbiota, demonstrating synergy between the pathobiont and microbiota in exacerbating pathology. Remarkably, inflammation depends on the presence of H. bilis, but is marked by a predominant Th17 response against specific members of the microbiota and not the pathobiont, even upon the removal of the most immune-dominant taxa. Neither increases in pathobiont burden nor unique changes in immune-targeted microbiota member abundances are observed during disease. Collectively, our findings demonstrate that a pathobiont instigates inflammation without being the primary target of a Th17 response or by altering the microbiota community structure. Moreover, our findings point toward monitoring pathobiont-induced changes in microbiota immune targeting as a new concept in IBD diagnotics.

Background & Aims: Adherent-invasive Escherichia coli (AIEC) are enriched in ileal Crohn's disease patients and implicated in disease etiology. However, AIEC pathogenesis is poorly understood, and it is unclear if the expansion of these organisms contributes to inflammatory bowel disease (IBD). Questions also remain as to what extent the various in vitro phenotypes used to classify AIEC are pathologically relevant. Methods: We utilized a combination of in vitro phenotyping and a murine model of intestinal inflammation to systematically relate AIEC phenotypes to pathogenicity for 30 mucosa-associated human-derived E. coli strains. In vitro assays used included survival/replication in and TNF-α production by J774 macrophages as well as invasion/replication in Caco2 intestinal epithelial cells. Results: AIEC do not form a phenotypic group that is clearly separated from non-AIEC. However, E. coli strains displaying in vitro AIEC phenotypes caused, on average, more severe intestinal inflammation. Survival/replication of strains in J774 and Caco2 cells were positively correlated with disease in vivo , while adherence to Caco2 cells and TNF-α production by J774 cells were not. Importantly, co-colonization with adherent non-AIEC strains ameliorated AIEC-mediated disease. Conclusion: Our findings do not support the existence of an AIEC pathovar that can be clearly separated from commensal E. coli . However, intracellular survival/replication phenotypes do contribute to murine intestinal inflammation, suggesting that the AIEC overgrowth observed in human IBD makes a causal contribution to disease. The ability to differentiate pathologically-relevant AIEC phenotypes from those that are not provides an important foundation for developing strategies to predict, diagnose and treat human IBD through characterizing and modulating patient E. coli populations.