The explosive growth in our knowledge of genomes, proteomes, and metabolomes is driving ever-increasing fundamental understanding of the biochemistry of life, enabling qualitatively new studies of complex biological systems and their evolution. This knowledge also drives modern biotechnologies, such as molecular engineering and synthetic biology, which have enormous potential to address urgent problems, including developing potent new drugs and providing environmentally friendly energy. Many of these studies, however, are ultimately limited by their need for even-higher-throughput measurements of biochemical reactions. We present a general ultrahigh-throughput screening platform using drop-based microfluidics that overcomes these limitations and revolutionizes both the scale and speed of screening. We use aqueous drops dispersed in oil as picoliter-volume reaction vessels and screen them at rates of thousands per second. To demonstrate its power, we apply the system to directed evolution, identifying new mutants of the enzyme horseradish peroxidase exhibiting catalytic rates more than 10 times faster than their parent, which is already a very efficient enzyme. We exploit the ultrahigh throughput to use an initial purifying selection that removes inactive mutants; we identify ∼100 variants comparable in activity to the parent from an initial population of ∼10 7 . After a second generation of mutagenesis and high-stringency screening, we identify several significantly improved mutants, some approaching diffusion-limited efficiency. In total, we screen ∼10 8 individual enzyme reactions in only 10 h, using < 150 μL of total reagent volume; compared to state-of-the-art robotic screening systems, we perform the entire assay with a 1,000-fold increase in speed and a 1-million-fold reduction in cost.

We describe new developments for the controlled fabrication of monodisperse emulsions using microfluidics. We use glass capillary devices to generate single, double, and higher order emulsions with exceptional precision. These emulsions can serve as ideal templates for generating well-defined particles and functional vesicles. Polydimethylsiloxane microfluidic devices are also used to generate picoliter-scale water-in-oil emulsions at rates as high as 10 000 drops per second. These emulsions have great potential as individual microvessels in high-throughput screening applications, where each drop serves to encapsulate single cells, genes, or reactants.

Drops of water-in-fluorocarbon emulsions have great potential for compartmentalizing both in vitro and in vivo biological systems; however, surfactants to stabilize such emulsions are scarce. Here we present a novel class of fluorosurfactants that we synthesize by coupling oligomeric perfluorinated polyethers (PFPE) with polyethyleneglycol (PEG). We demonstrate that these block copolymer surfactants stabilize water-in-fluorocarbon oil emulsions during all necessary steps of a drop-based experiment including drop formation, incubation, and reinjection into a second microfluidic device. Furthermore, we show that aqueous drops stabilized with these surfactants can be used for in vitrotranslation (IVT), as well as encapsulation and incubation of single cells. The compatability of this emulsion system with both biological systems and polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic devices makes these surfactants ideal for a broad range of high-throughput, drop-based applications.

We use microfluidic devices to encapsulate, incubate, and manipulate individual cells in picoliter aqueous drops in a carrier fluid at rates of up to several hundred Hz. We use a modular approach with individual devices for each function, thereby significantly increasing the robustness of our system and making it highly flexible and adaptable to a variety of cell-based assays. The small volumes of the drops enables the concentrations of secreted molecules to rapidly attain detectable levels. We show that single hybridoma cells in 33 pL drops secrete detectable concentrations of antibodies in only 6 h and remain fully viable. These devices hold the promise of developing microfluidic cell cytometers and cell sorters with much greater functionality, allowing assays to be performed on individual cells in their own microenvironment prior to analysis and sorting.

The ability of cells to deform and generate forces are key mechanical properties that are implicated in metastasis. While various soluble and mechanical cues are known to regulate cancer cell mechanical phenotype or mechanotype, our knowledge of how cells translate external signals into changes in mechanotype is still emerging. We previously discovered that activation of β-adrenergic signaling, which results from soluble stress hormone cues, causes cancer cells to be stiffer or less deformable; this stiffer mechanotype was associated with increased cell motility and invasion. Here, we characterize how β-adrenergic activation is translated into changes in cellular mechanotype by identifying molecular mediators that regulate key components of mechanotype including cellular deformability, traction forces, and non-muscle myosin II (NMII) activity. Using a micropillar assay and computational modelling, we determine that βAR activation increases cellular force generation by increasing the number of actin-myosin binding events; this mechanism is distinct from how cells increase force production in response to matrix stiffness, suggesting that cells regulate their mechanotype using a complementary mechanism in response to stress hormone cues. To identify the molecules that modulate cellular mechanotype with βAR activation, we use a high throughput filtration platform to screen the effects of pharmacologic and genetic perturbations on βAR regulation of whole cell deformability. Our results indicate that βAR activation decreases cancer cell deformability and increases invasion by signaling through RhoA, ROCK, and NMII. Our findings establish βAR-RhoA-ROCK-NMII as a primary signaling axis that mediates cancer cell mechanotype, which provides a foundation for future interventions to stop metastasis.

Abstract A new device termed “Optomagnetic Micromirror Arrays” (OMA) is demonstrated capable of mapping the stiffness distribution of biomimetic materials across a 5.1 mm × 7.2 mm field of view with cellular resolution. The OMA device comprises an array of 50 000 magnetic micromirrors with optical grating structures embedded beneath an elastic PDMS film, with biomimetic materials affixed on top. Illumination of a broadband white light beam onto these micromirrors results in the reflection of microscale rainbow light rays on each micromirror. When a magnetic field is applied, it causes each micromirror to tilt differently depending on the local stiffness of the biomimetic materials. Through imaging these micromirrors with low N.A. optics, a specific narrow band of reflection light rays from each micromirror is captured. Changing a micromirror's tilt angle also alters the color spectrum it reflects back to the imaging system and the color of the micromirror image it represents. As a result, OMA can infer the local stiffness of the biomimetic materials through the color change detected on each micromirror. OMA offers the potential for high‐throughput stiffness mapping at the tissue‐level while maintaining spatial resolution at the cellular level.

Abstract DYT1 dystonia is a neurological movement disorder that is caused by a loss-of-function mutation in the DYT1 / TOR1A gene, which encodes torsinA, the luminal ATPase-associated (AAA+) protein. TorsinA is required for the assembly of functional linker of nucleoskeleton and cytoskeleton (LINC) complexes, and consequently the mechanical integration of the nucleus and the cytoskeleton. Despite the potential implications of altered mechanobiology in dystonia pathogenesis, the role of torsinA in regulating cellular mechanical phenotype, or mechanotype, in DYT1 dystonia remains unknown. Here, we define the mechanotype of mouse fibroblasts lacking functional torsinA as well as human fibroblasts isolated from DYT1 dystonia patients. We find that the deletion of torsinA or the expression of torsinA containing the DYT1 dystonia-causing ΔE302/303 (ΔE) mutation results in a more deformable cellular mechanotype. We observe a similar increased deformability of mouse fibroblasts that lack lamina-associated polypeptide 1 (LAP1), which interacts with and stimulates the ATPase activity of torsinA in vitro ; as well as with depletion of the LINC complex proteins, Sad1/UNC-84 (SUN)1 and SUN2, lamin A/C, or lamin B1. Moreover, we report that DYT1 dystonia patient-derived fibroblasts are more compliant than fibroblasts isolated from unafflicted individuals. DYT1 fibroblasts also exhibit increased nuclear strain and decreased viability following mechanical stretch. Taken together, our results support a model where the physical connectivity between the cytoskeleton and nucleus contributes to cellular mechanotype. These findings establish the foundation for future mechanistic studies to understand how altered cellular mechanotype may contribute to DYT1 dystonia pathogenesis; this may be particularly relevant in the context of how neurons sense and respond to mechanical forces during traumatic brain injury, which is known to be a major cause of acquired dystonia.

During metastasis cancer cells are exposed to potentially destructive hemodynamic forces including fluid shear stress (FSS) while en route to distant sites. However, prior work indicates that cancer cells are more resistant to brief pulses of high-level fluid shear stress (FSS) in vitro relative to non-transformed epithelial cells. Herein we identify a mechanism of FSS resistance in cancer cells, and extend these findings to mouse models of circulating tumor cells (CTCs). We show that cancer cells acutely isolated from primary tumors are resistant to FSS. Our findings demonstrate that cancer cells activate the RhoA-myosin II axis in response to FSS, which protects them from FSS-induced plasma membrane damage. Moreover, we show that the myosin II activity is protective to CTCs in mouse models. Collectively our data indicate that viable CTCs actively resist destruction by hemodynamic forces and are likely to be more mechanically robust than is commonly thought.