Abstract Vessels pervade almost all body tissues, and significantly influence the pathophysiology of human body. Previous attempts to establish multi-scale vascular connection and function in 3D model tissues using bioprinting have had limited success due to the incoordination between cell-laden materials and stability of the perfusion channel. Here, we report a methodology to fabricate centimetre-scale vascularized soft tissue with high viability and accuracy using multi-materials bioprinting involving inks with low viscosity and a customized multistage-temperature-control printer. The tissue formed was perfused with branched vasculature with well-formed 3D capillary network and lumen, which would potentially supply the cellular components with sufficient nutrients in the matrix. Furthermore, the same methodology was applied for generating liver-like tissue with the objective to fabricate and mimic a mature and functional liver tissue, with increased functionality in terms of synthesis of liver specific proteins after in vitro perfusion and in vivo subperitoneal transplantation in mice. Moreover, to establish immediate blood perfusion, an elastic layer was printed wrapping sacrificial ink to support the direct surgical anastomosis of the carotid artery to the jugular vein. Our findings highlight the support extended by vasculature network in soft hydrogels which helps to sustain the thick and dense cellularization in engineered tissues.

Single-cell RNA sequencing examines the transcriptome of individual cells and reveals the inter-cell transcription heterogeneity, playing a critical role in both scientific research and clinical applications. Recently, droplet microfluidics-based platform for expression profiling has been shown as a powerful tool to capture of the transcriptional information on single cell level. Despite the breakthrough this platform brought about, it required the simultaneous encapsulation of single cell and single barcoded bead, the incidence of which was very low. Suboptimal capturing efficiency limited the throughput of the Drop-seq platform. In this work, we leveraged the advance in inertial microfluidics-based cell sorting and designed a microfluidic chip for high efficiency cell-bead co-encapsulation, increasing the capturing rate by more than four folds. Specifically, we adopted spiral and serpentine channels and ordered cells/beads before the encapsulation region. We characterized the effect of cell concentration on the capturing rate and achieved a cell-bead co-capturing rate up to 3%. We tested this platform by co-encapsulating barcoded beads and human-mouse cell mixtures. The sequencing data distinguished the majority of human and mice expressions, with the doublet rate being as low as 5.8%, indicating that the simultaneous capturing of two or more cells in one droplet was minimal even when using high cell concentration. This chip design showed great potential in improving the efficiency for future single cell expression profiling.