Eukaryotic cells make many types of primary and processed RNAs that are found either in specific subcellular compartments or throughout the cells. A complete catalogue of these RNAs is not yet available and their characteristic subcellular localizations are also poorly understood. Because RNA represents the direct output of the genetic information encoded by genomes and a significant proportion of a cell's regulatory capabilities are focused on its synthesis, processing, transport, modification and translation, the generation of such a catalogue is crucial for understanding genome function. Here we report evidence that three-quarters of the human genome is capable of being transcribed, as well as observations about the range and levels of expression, localization, processing fates, regulatory regions and modifications of almost all currently annotated and thousands of previously unannotated RNAs. These observations, taken together, prompt a redefinition of the concept of a gene.

Data from the Encyclopedia of DNA Elements (ENCODE) project show over 9640 human genome loci classified as long noncoding RNAs (lncRNAs), yet only ∼100 have been deeply characterized to determine their role in the cell. To measure the protein-coding output from these RNAs, we jointly analyzed two recent data sets produced in the ENCODE project: tandem mass spectrometry (MS/MS) data mapping expressed peptides to their encoding genomic loci, and RNA-seq data generated by ENCODE in long polyA+ and polyA− fractions in the cell lines K562 and GM12878. We used the machine-learning algorithm RuleFit3 to regress the peptide data against RNA expression data. The most important covariate for predicting translation was, surprisingly, the Cytosol polyA− fraction in both cell lines. LncRNAs are ∼13-fold less likely to produce detectable peptides than similar mRNAs, indicating that ∼92% of GENCODE v7 lncRNAs are not translated in these two ENCODE cell lines. Intersecting 9640 lncRNA loci with 79,333 peptides yielded 85 unique peptides matching 69 lncRNAs. Most cases were due to a coding transcript misannotated as lncRNA. Two exceptions were an unprocessed pseudogene and a bona fide lncRNA gene, both with open reading frames (ORFs) compromised by upstream stop codons. All potentially translatable lncRNA ORFs had only a single peptide match, indicating low protein abundance and/or false-positive peptide matches. We conclude that with very few exceptions, ribosomes are able to distinguish coding from noncoding transcripts and, hence, that ectopic translation and cryptic mRNAs are rare in the human lncRNAome.

The success of shotgun proteomic analysis depends largely on how samples are prepared. Current approaches (such as those that are gel-, solution-, or filter-based), although being extensively employed in the field, are time-consuming and less effective with respect to the repetitive sample processing, recovery, and overall yield. As an alternative, the suspension trapping (S-Trap) filter has been commercially available very recently in the format of a single or 96-well filter plate. In contrast to the conventional filter-aided sample preparation (FASP) approach, which utilizes a molecular weight cut-off (MWCO) membrane as the filter and requires hours of processing before digestion-ready proteins can be obtained, the S-Trap employs a three-dimensional porous material as filter media and traps particulate protein suspensions with the subsequent depletion of interfering substances and in-filter digestion. Due to the large (submicron) pore size, each centrifugation cycle of the S-Trap filter only takes 1 min, which significantly reduces the total processing time from approximately 3 h by FASP to less than 15 min, suggesting an ultrafast sample-preparation approach for shotgun proteomics. Here, we comprehensively evaluate the performance of the individual S-Trap filter and 96-well filter plate in the context of global protein identification and quantitation using whole-cell lysate and clinically relevant sputum samples.

The hepatitis B virus (HBV) regulatory protein X (HBx) activates gene expression from the HBV covalently closed circular DNA (cccDNA) genome. Interaction of HBx with the DDB1-CUL4-ROC1 (CRL4) E3 ligase is critical for this function. Using substrate-trapping proteomics, we identified the structural maintenance of chromosomes (SMC) complex proteins SMC5 and SMC6 as CRL4(HBx) substrates. HBx expression and HBV infection degraded the SMC5/6 complex in human hepatocytes in vitro and in humanized mice in vivo. HBx targets SMC5/6 for ubiquitylation by the CRL4(HBx) E3 ligase and subsequent degradation by the proteasome. Using a minicircle HBV (mcHBV) reporter system with HBx-dependent activity, we demonstrate that SMC5/6 knockdown, or inhibition with a dominant-negative SMC6, enhance HBx null mcHBV-Gluc gene expression. Furthermore, SMC5/6 knockdown rescued HBx-deficient HBV replication in human hepatocytes. These results indicate that a primary function of HBx is to degrade SMC5/6, which restricts HBV replication by inhibiting HBV gene expression.

The mitochondrial protein MAVS (also known as IPS-1, VISA, and CARDIF) interacts with RIG-I-like receptors (RLRs) to induce type I interferon (IFN-I). NLRX1 is a mitochondrial nucleotide-binding, leucine-rich repeats (NLR)-containing protein that attenuates MAVS-RLR signaling. Using Nlrx1−/− cells, we confirmed that NLRX1 attenuated IFN-I production, but additionally promoted autophagy during viral infection. This dual function of NLRX1 paralleled the previously described functions of the autophagy-related proteins Atg5-Atg12, but NLRX1 did not associate with Atg5-Atg12. High-throughput quantitative mass spectrometry and endogenous protein-protein interaction revealed an NLRX1-interacting partner, mitochondrial Tu translation elongation factor (TUFM). TUFM interacted with Atg5-Atg12 and Atg16L1 and has similar functions as NLRX1 by inhibiting RLR-induced IFN-I but promoting autophagy. In the absence of NLRX1, increased IFN-I and decreased autophagy provide an advantage for host defense against vesicular stomatitis virus. This study establishes a link between an NLR protein and the viral-induced autophagic machinery via an intermediary partner, TUFM.

Abstract Neutrophils are the most abundant type of white blood cells in humans with biological roles relevant to inflammation and fighting infections. The release of neutrophil extracellular DNA aims to control invasion by bacteria, viruses, fungi, and tissue damage. Neutrophil Extracellular Traps (NETs) act as antimicrobial agents triggering immune signaling through the release of the nuclear content into the extracellular space. Although intense investigations have elucidated the pathways preceding NET formation, the exact molecular composition of released NETs has not been mapped. We aimed to decode the sequences of DNA and proteins from NETs. With emerging needs to understand neutrophil functions precisely, we open the field of NETOMIC studies through isolation of NETs in combination with omics approaches including shotgun genomics and proteomics. Our in vitro NET isolation methodology allowed for unprecedented replicability with induction in a sterile inflammation model system. Enrichment of mitochondrial DNA and telomere sequences are significantly expressed in NET genomes. This study revealed that the genomic sequence released in the extracellular milieu is not stochastically serving as a scaffold for a repertoire of proteins involved in neutrophil protective functions. Collectively, we established the gene and protein signatures exclusive to the extracellular NETs in comparison to undifferentiated and differentiated neutrophil states, further guiding future detection of specific regions needed for diagnostics and targeted therapies of NET related conditions.

Abstract A growing number of studies indicate that coronavirus disease 2019 (COVID-19) is associated with inflammatory sequelae, but molecular signatures governing the normal vs. pathologic convalescence process have not been well-delineated. We characterized global immune and proteome responses in matched plasma and saliva samples obtained from COVID-19 patients collected between 4-6 weeks after initial clinical symptoms resolved. Convalescent subjects showed robust IgA and IgG responses and positive antibody correlations between matched saliva and plasma samples. However, global shotgun proteomics revealed persistent inflammatory patterns in convalescent samples including dysfunction of salivary innate immune cells and clotting factors in plasma (e.g., fibrinogen and antithrombin), with positive correlations to acute COVID-19 disease severity. Saliva samples were characterized by higher concentrations of IgA, and proteomics showed altered pathways that correlated positively with IgA levels. Our study positions saliva as a viable fluid to monitor immunity beyond plasma to document COVID-19 immune, inflammatory, and coagulation-related sequelae.

Abstract In eukaryotes, pre‐mRNA splicing is vital for RNA processing and orchestrated by the spliceosome, whose assembly starts with the interaction between U1‐70K and SR proteins. Despite the significance of the U1‐70K/SR interaction, the dynamic nature of the complex and the challenges in obtaining soluble U1‐70K have impeded a comprehensive understanding of the interaction at the structural level for decades. We overcome the U1‐70K solubility issues, enabling us to characterize the interaction between U1‐70K and SRSF1, a representative SR protein. We unveil specific interactions: phosphorylated SRSF1 RS with U1‐70K BAD1, and SRSF1 RRM1 with U1‐70K RRM. The RS/BAD1 interaction plays a dominant role, whereas the interaction between the RRM domains further enhances the stability of the U1‐70K/SRSF1 complex. The RRM interaction involves the C‐terminal extension of U1‐70K RRM and the conserved acid patches on SRSF1 RRM1 that is involved in SRSF1 phase separation. Our circular dichroism spectra reveal that BAD1 adapts an α‐helical conformation and RS is intrinsically disordered. Intriguingly, BAD1 undergoes a conformation switch from α‐helix to β‐strand and random coil upon RS binding. In addition to the regulatory mechanism via SRSF1 phosphorylation, the U1‐70K/SRSF1 interaction is also regulated by U1‐70K BAD1 phosphorylation. We find that U1‐70K phosphorylation inhibits the U1‐70K and SRSF1 interaction. Our structural findings are validated through in vitro splicing assays and in‐cell saturated domain scanning using the CRISPR method, providing new insights into the intricate regulatory mechanisms of pre‐mRNA splicing.

Abstract Sepsis-induced acute kidney injury (S-AKI) is the most common complication in hospitalized and critically ill patients, highlighted by a rapid decline of kidney function occurring a few hours or days after sepsis onset. Systemic inflammation elicited by microbial infections is believed to lead to kidney damage under immunocompromised conditions. However, while AKI has been recognized as a disease with long-term sequelae, partly due to the associated higher risk of chronic kidney disease (CKD), the understanding of kidney pathophysiology at the molecular level and the global view of dynamic regulations in situ after S-AKI, including transition to CKD, remains limited. Existing studies of S-AKI mainly focus on deriving sepsis biomarkers from body fluids. In the present study, we constructed a mid-severity septic murine model using cecal ligation and puncture (CLP), and examined the temporal changes to the kidney proteome and phosphoproteome at day 2 and day 7 after CLP surgery, corresponding to S-AKI and the transition to CKD, respectively by employing an ultrafast and economical filter-based sample processing method combined with the label-free quantitation approach. Collectively, we identified 2,119 proteins and 2,950 phosphosites through multi-proteomics analyses. Here we denote the pathways that are specifically responsive to S-AKI and its transition to CKD, which include regulation of cell metabolism regulation, oxidative stress, and energy consumption in the diseased kidneys. Our data can serve as an enriched resource for the identification of mechanisms and biomarkers for sepsis-induced kidney diseases.

Urine culture and microscopy techniques are used to profile the bacterial species present in urinary tract infections. To gain insight into the urinary flora in infection and health, we analyzed clinical laboratory features and the microbial metagenome of 121 clean-catch urine samples. 16S rDNA gene signatures were successfully obtained for 116 participants, while whole genome shotgun sequencing data was successfully generated for samples from 49 participants. Analysis of these datasets supports the definition of the patterns of infection and colonization/contamination. Although 16S rDNA sequencing was more sensitive, whole genome shotgun sequencing allowed for a more comprehensive and unbiased representation of the microbial flora, including eukarya and viral pathogens, and of bacterial virulence factors. Urine samples positive by whole genome shotgun sequencing contained a plethora of bacterial (median 41 genera/sample), eukarya (median 2 species/sample) and viral sequences (median 3 viruses/sample). Genomic analyses revealed cases of infection with potential pathogens (e.g., Alloscardovia sp, Actinotignum sp, Ureaplasma sp) that are often missed during routine urine culture due to species specific growth requirements. We also observed gender differences in the microbial metagenome. While conventional microbiological methods are inadequate to identify a large diversity of microbial species that are present in urine, genomic approaches appear to comprehensively and quantitatively describe the urinary microbiome.