Applying pulsed excitation together with time-gated detection improves the fluorescence on-off contrast in continuous-wave stimulated emission depletion (CW-STED) microscopy, thus revealing finer details in fixed and living cells using moderate light intensities. This method also enables super-resolution fluorescence correlation spectroscopy with CW-STED beams, as demonstrated by quantifying the dynamics of labeled lipid molecules in the plasma membrane of living cells.

We have developed a white-light interference microscope for ultrahigh-resolution full-field optical coherence tomography of biological media. The experimental setup is based on a Linnik-type interferometer illuminated by a tungsten halogen lamp. En face tomographic images are calculated by a combination of interferometric images recorded by a high-speed CCD camera. Spatial resolution of 1.8 μm × 0.9 μm (transverse × axial) is achieved owing to the extremely short coherence length of the source, the compensation of dispersion mismatch in the interferometer arms, and the use of relatively high-numerical-aperture microscope objectives. A shot-noise-limited detection sensitivity of 90 dB is obtained in an acquisition time per image of 4 s. Subcellular-level images of plant, animal, and human tissues are presented.

The nanoscale topographical arrangement of voltage-gated calcium channels (VGCC) and synaptic vesicles (SVs) determines synaptic strength and plasticity, but whether distinct spatial distributions underpin diversity of synaptic function is unknown. We performed single bouton Ca2+ imaging, Ca2+ chelator competition, immunogold electron microscopic (EM) localization of VGCCs and the active zone (AZ) protein Munc13-1, at two cerebellar synapses. Unexpectedly, we found that weak synapses exhibited 3-fold more VGCCs than strong synapses, while the coupling distance was 5-fold longer. Reaction-diffusion modeling could explain both functional and structural data with two strikingly different nanotopographical motifs: strong synapses are composed of SVs that are tightly coupled (~10 nm) to VGCC clusters, whereas at weak synapses VGCCs were excluded from the vicinity (~50 nm) of docked vesicles. The distinct VGCC-SV topographical motifs also confer differential sensitivity to neuromodulation. Thus VGCC-SV arrangements are not canonical across CNS synapses and their diversity could underlie functional heterogeneity.

Abstract In the mammalian neocortex, GABAergic interneurons (INs) inhibit cortical networks in profoundly different ways. The extent to which this depends on how different INs process excitatory signals along their dendrites is poorly understood. Here, we reveal that the functional specialization of two major populations of cortical INs is determined by the unique association of different dendritic integration modes with distinct synaptic organization motifs. We found that somatostatin (SST)-INs exhibit NMDAR-dependent dendritic integration and uniform synapse density along the dendritic tree. In contrast, dendrites of parvalbumin (PV)-INs exhibit passive synaptic integration coupled with proximally enriched synaptic distributions. Theoretical analysis shows that these two dendritic configurations result in different strategies to optimize synaptic efficacy in thin dendritic structures. Yet, the two configurations lead to distinct temporal engagement of each IN during network activity. We confirmed these predictions with in vivo recordings of IN activity in the visual cortex of awake mice, revealing a rapid and linear recruitment of PV-INs as opposed to a long-lasting integrative activation of SST-INs. Our work reveals the existence of distinct dendritic strategies that confer distinct temporal representations for the two major classes of neocortical INs and thus dynamics of inhibition.