Experience-dependent plasticity of synaptic transmission, which represents the cellular basis of learning, is accompanied by morphological changes in dendritic spines. Astrocytic processes are intimately associated with synapses, structurally enwrapping and functionally interacting with dendritic spines and synaptic terminals by responding to neurotransmitters and by releasing gliotransmitters that regulate synaptic function. While studies on structural synaptic plasticity have focused on neuronal elements, the structural–functional plasticity of astrocyte–neuron relationships remains poorly known. Here we show that stimuli inducing hippocampal synaptic LTP enhance the motility of synapse-associated astrocytic processes. This motility increase is relatively rapid, starting <5 min after the stimulus, and reaching a maximum in 20–30 min (t_(1/2) = 10.7 min). It depends on presynaptic activity and requires G-protein-mediated Ca²⁺ elevations in astrocytes. The structural remodeling is accompanied by changes in the ability of astrocytes to regulate synaptic transmission. Sensory stimuli that increase astrocyte Ca²⁺ also induce similar plasticity in mouse somatosensory cortex in vivo. Therefore, structural relationships between astrocytic processes and dendritic spines undergo activity-dependent changes with metaplasticity consequences on synaptic regulation. These results reveal novel forms of synaptic plasticity based on structural–functional changes of astrocyte–neuron interactions.

Abstract In hippocampal pyramidal cells, a small subset of dendritic spines contain endoplasmic reticulum (ER). In large spines, ER frequently forms a spine apparatus , while smaller spines contain just a single tubule of smooth ER. Here we show that the ER visits dendritic spines in a non-random manner, targeting spines during periods of high synaptic activity. When we blocked ER motility using a dominant negative approach against myosin V, spine synapses became stronger compared to controls. We were not able to further potentiate these maxed-out synapses, but LTD was readily induced by low-frequency stimulation. We conclude that the brief ER visits to active spines have the important function of preventing runaway potentiation of individual spine synapses, keeping most of them at an intermediate strength level from which both LTP and LTD are possible.

Information within the brain travels from neuron to neuron across billions of synapses. At any given moment, only a small subset of neurons and synapses are active, but finding the active synapses in brain tissue has been a technical challenge. To tag active synapses in a user-defined time window, we developed SynTagMA. Upon 395-405 nm illumination, this genetically encoded marker of activity converts from green to red fluorescence if, and only if, it is bound to calcium. Targeted to presynaptic terminals, preSynTagMA allows discrimination between active and silent axons. Targeted to excitatory postsynapses, postSynTagMA creates a snapshot of synapses active just before photoconversion. To analyze large datasets, we developed software to identify and track the fluorescence of thousands of individual synapses in tissue. Together, these tools provide an efficient method for repeatedly mapping active neurons and synapses in cell culture, slice preparations, and in vivo during behavior.

The spine apparatus (SA) is an endoplasmic reticulum-related organelle which is present in a subset of dendritic spines in cortical and pyramidal neurons. The synaptopodin protein localizes between the stacks of the spine apparatus and is essential for the formation of this unique organelle. Although several studies have demonstrated the significance of the SA and synaptopodin in calcium homeostasis and plasticity of dendritic spines, it is still unclear what factors contribute to its stability at the synapse and whether the SA is locally formed or it is actively delivered to the spines. In this study we show that synaptopodin clusters are stable at their locations. We found no evidence of active microtubule-based transport for synaptopodin. Instead new clusters were emerging in the spines, which we interpret as the SA being assembled on-site. Furthermore, using super-resolution microscopy we show a tight association of synaptopodin with actin filaments. We identify the actin-based motor proteins myosin V and VI as novel interaction partners of synaptopodin and demonstrate that myosin V is important for the formation and/or maintenance of the SA.

Reducing insulin-like growth factor I receptor (IGF-IR) levels or administration of IGF-I show beneficial effects in the brain. We now provide evidence to help resolve this paradox. The unliganded IGF-IR inhibits glucose uptake by astrocytes while its stimulation with IGF-I, in concert with insulin activation of the insulin receptor, produces the opposite effect. In vivo imaging showed that shRNA interference of brain IGF-IR increased glucose uptake by astrocytes while pharmacological blockade of IGF-IR reduced it. Brain 18FGlucose-PET of IGF-IR shRNA injected mice confirmed an inhibitory role of unliganded IGF-IR on glucose uptake, whereas glucose-dependent recovery of neuronal activity in brain slices was blunted by pharmacological blockade of IGF-IR. Mechanistically, we found that the unliganded IGF-IR retains glucose transporter 1 (GLUT1), the main glucose transporter in astrocytes, inside the cell while IGF-I, in cooperation with insulin, synergistically stimulates MAPK/PKD to promote association of IGF-IR with GLUT 1 via Rac1/GIPC1 and increases GLUT1 availability at the cell membrane. These findings identify IGF-I and its receptor as antagonistic modulators of brain glucose uptake.

Abstract The extensive dendritic arbor of neurons is thought to be actively involved in the processing of information. Dendrites contain a rich diversity of ligand- and voltage-activated ion channels as well as metabotropic receptors. In addition, they are capable of releasing calcium from intracellular stores. Under specific conditions, large neurons produce calcium spikes that are locally restricted to a dendritic section. To investigate calcium signaling in dendrites, we introduce TubuTag, a genetically encoded calcium sensor anchored to the cytoskeleton. TubuTag integrates cytoplasmic calcium signals by irreversible photoconversion from green to red fluorescence when illuminated with violet light. To image the mm-long dendritic tree of pyramidal neurons at subcellular resolution, we used a custom two-photon microscope with a large field of view. As the read-out of fluorescence can be performed several hours after photoconversion, TubuTag will help investigating dendritic signal integration and calcium homeostasis in large populations of neurons.