Lysosomes are terminal, degradative organelles of the endosomal pathway that undergo repeated fusion-fission cycles with themselves and other organelles like endosomes, phagosomes, and autophagosomes. Lysosome number, size and degradative flux depends on the equilibrium between fusion and fission rates. Thus, conditions that favour fusion over fission will reduce lysosome numbers while enlarging remaining lysosomes. Conversely, conditions that favour fission over fusion will cause lysosome fragmentation and increase their numbers. PIKfyve is a phosphoinositide kinase that generates phosphatidylinositol-3,5-bisphosphate to modulate several lysosomal functions. PIKfyve inhibition causes a dramatic increase in lysosome size and reduction in lysosome number, consistent with lysosome coalescence. This is thought to proceed through reduced lysosome reformation and/or fission after fusion with endosomes or other lysosomes. Previously, we observed that photo-damage during live-cell imaging prevented lysosome coalescence during acute PIKfyve inhibition. Thus, we postulated that lysosome fusion and/or fission dynamics are affected by reactive oxygen species (ROS). Here, we show that ROS generated by four independent mechanisms all arrested lysosome coalescence during PIKfyve inhibition and accelerated lysosome fragmentation during PIKfyve re-activation. However, depending on the ROS species and/or mode of production, lysosome dynamics were affected distinctly. H2O2 impaired lysosome motility and reduced lysosome fusion with phagosomes, suggesting that H2O2 prevents lysosome coalescence in PIKfyve-impaired cells by reducing lysosome fusogenecity. In comparison, inhibitors of oxidative phosphorylation, glutathione, and thioredoxin that produce superoxide, did not impair lysosome motility but instead promoted clearance of actin puncta on lysosomes formed during PIKfyve inhibition. Additionally, actin depolymerizing agents prevented lysosome coalescence during PIKfyve inhibition. Thus, we discovered that ROS can generally prevent lysosome coalescence during PIKfyve inhibition using distinct mechanisms.

Abstract Phagocytes engulf unwanted particles into phagosomes that then fuse with lysosomes to degrade the enclosed particles. Ultimately, phagosomes must be recycled to help recover membrane resources that were consumed during phagocytosis and phagosome maturation, a process referred to as phagosome resolution. Little is known about phagosome resolution, which may proceed through exocytosis or membrane fission. Here, we show that bacteria-containing phagolysosomes in macrophages undergo fragmentation through vesicle budding, tubulation, and constriction. Phagosome fragmentation requires cargo degradation, the actin and microtubule cytoskeletons, and clathrin. We provide evidence that lysosome reformation occurs during phagosome resolution since the majority of phagosome-derived vesicles displayed lysosomal properties. Importantly, we show that clathrin-dependent phagosome resolution is important to maintain the degradative capacity of macrophages challenged with two waves of phagocytosis. Overall, our work suggests that phagosome resolution contributes to lysosome recovery and to maintain the degradative power of macrophages to handle multiple waves of phagocytosis. Summary Phagocytes engulf particles into phagolysosomes for degradation. However, the ultimate fate of phagolysosomes is undefined. Lancaster, Fountain et al. show that phagosomes fragment to reform lysosomes in a clathrin-dependent manner. This process helps maintain the degradative capacity of phagocytes for subsequent rounds of phagocytosis.

Abstract During phagocytosis, F-actin and local membrane secretion grows a phagocytic cup around a bound particle ultimately entrapping the particle within a phagosome. The phagosome then fuses with endosomes and lysosomes to digest the particle. After particle degradation, phagosomes fragment to reform lysosomes and maintain phagocyte degradative capacity. As finite systems, phagocytes have a maximal phagocytic capacity, which should blunt further phagocytosis. However, the processes responsible for appetite exhaustion are not known. We found that macrophages at capacity retained Fcγ receptors levels and did not shrink in size. Instead, surface membrane in-folding, membrane tension, and cortical F-actin were reduced in exhausted macrophages. Moreover, exhausted macrophages were depleted for both endosomes and lysosomes, and consequently, focal endosome exocytosis in remaining externally bound particles was blunted. In comparison, if phagosome resolution was permitted macrophages regained the phagocytic appetite. Altogether, we propose that depletion of the endomembrane pools is a major determinant of phagocytic fatigue as macrophages reach their phagocytic capacity, though other processes are also at play.

Abstract Formation and fission of tubules from lysosomal organelles, such as autolysosomes, endolysosomes or phagolysosomes, are required for lysosome reformation. However, the mechanisms governing these processes in the different forms of lysosomal organelles are poorly understood. For instance, the role of phosphatidylinositol-4-phosphate (PI(4)P) is unclear as it was shown to promote the formation of tubules from phagolysosomes but was proposed to inhibit tubule formation on autolysosomes because the loss of PI4KIIIβ causes extensive lysosomal tubulations. Using super-resolution live-cell imaging, we show that Arf1-PI4KIIIβ positive vesicles are recruited to tubule fission sites from autolysosomes, endolysosomes and phagolysosomes. Moreover, we show that PI(4)P is required to form autolysosomal tubules and that increased lysosomal tubulation caused by loss of PI4KIIIβ represents impaired tubule fission. At the site of fission, we propose that Arf1-PI4KIIIβ positive vesicles mediate a PI(3)P signal on lysosomes in a process requiring the lipid transfer protein SEC14L2. Our findings indicate that Arf1-PI4KIIIβ positive vesicles and their regulation of PI(3)P are critical components of the lysosomal tubule fission machinery.