Abstract Manipulation of gene expression is one of the best approaches for studying gene function in vivo . CRISPR-Cas13 has the potential to be a powerful technique for manipulating RNA expression in diverse animal systems in vivo , including Drosophila melanogaster . Studies using Cas13 in mammalian cell lines for gene knockdown showed increased on-target efficiency and decreased off-targeting relative to RNAi. Moreover, catalytically inactive Cas13 fusions can be used to image RNA molecules, install precise changes to the epitranscriptome, or alter splicing. However, recent studies have suggested that there may be limitations to the deployment of these tools in Drosophila , so further optimization of the system is required. Here, we report a new set of PspCas13b and RfxCas13d expression constructs and use these reagents to successfully knockdown both reporter and endogenous transcripts in Drosophila cells. As toxicity issues have been reported with high level of Cas13, we effectively decreased PspCas13b expression without impairing its function by tuning down translation. Furthermore, we altered the spatial activity of both PspCas13b and RfxCas13d by introducing Nuclear Exportation Sequences (NES) and Nuclear Localization Sequences (NLS) while maintaining activity. Finally, we generated a stable cell line expressing RfxCas13d under the inducible metallothionein promoter, establishing a useful tool for high-throughput genetic screening. Thus, we report new reagents for performing RNA CRISPR-Cas13 experiments in Drosophila , providing additional Cas13 expression constructs that retain activity.

ABSTRACT Animal cell lines cultured for extended periods often undergo extreme genome restructuring events, including polyploidy and segmental aneuploidy that can impede de novo whole-genome assembly (WGA). In Drosophila , many established cell lines also exhibit massive proliferation of transposable elements (TEs) relative to wild-type flies. To better understand the role of transposition during long-term animal somatic cell culture, we sequenced the genome of the tetraploid Drosophila S2R+ cell line using long-read and linked-read technologies. Relative to comparable data from inbred whole flies, WGAs for S2R+ were highly fragmented and generated variable estimates of TE content across sequencing and assembly technologies. We therefore developed a novel WGA-independent bioinformatics method called “TELR” that identifies, locally assembles, and estimates allele frequency of TEs from long-read sequence data ( https://github.com/bergmanlab/telr ). Application of TELR to a ∼130x PacBio dataset for S2R+ revealed many haplotype-specific TE insertions that arose by somatic transposition in cell culture after initial cell line establishment and subsequent tetraploidization. Local assemblies from TELR also allowed phylogenetic analysis of paralogous TE copies within the S2R+ genome, which revealed that proliferation of different TE families during cell line evolution in vitro can be driven by single or multiple source lineages. Our work provides a model for the analysis of TEs in complex heterozygous or polyploid genomes that are not amenable to WGA and yields new insights into the mechanisms of genome evolution in animal cell culture.

Genome-wide screens in Drosophila cells have offered numerous insights into gene function, yet a major limitation has been the inability to stably deliver large multiplexed DNA libraries to cultured cells allowing barcoded pooled screens. Here, we developed a site-specific integration strategy for library delivery and performed a genome-wide CRISPR knockout screen in Drosophila S2R+ cells. Under basal growth conditions, 1235 genes were essential for cell fitness at a false-discovery rate of 5%, representing the highest-resolution fitness gene set yet assembled for Drosophila, including 407 genes which likely duplicated along the vertebrate lineage and whose orthologs were underrepresented in human CRISPR screens. We additionally performed context-specific fitness screens for resistance to or synergy with trametinib, a Ras/ERK/ETS inhibitor, or rapamycin, an mTOR inhibitor, and identified key regulators of each pathway. The results present a novel, scalable, and versatile platform for functional genomic screens in low-redundancy animal cells.

ABSTRACT The diversity of CRISPR systems, coupled with scientific ingenuity, has led to an explosion of applications; however, to test newly-described innovations in their model systems, researchers typically embark on cumbersome, one-off cloning projects to generate custom reagents that are optimized for their biological questions. Here, we leverage Golden Gate cloning to create the Fragmid toolkit, a modular set of CRISPR cassettes and delivery technologies, along with a web portal, resulting in a combinatorial platform that enables scalable vector assembly within days. We further demonstrate that multiple CRISPR technologies can be assessed in parallel in a pooled screening format using this resource, enabling the rapid optimization of both novel technologies and cellular models. These results establish Fragmid as a robust system for the rapid design of CRISPR vectors, and we anticipate that this assembly approach will be broadly useful for systematic development, comparison, and dissemination of CRISPR technologies.

Abstract Loss-of-function and gain-of-function genetic perturbations provide valuable insights into gene function. In Drosophila cells, while genome-wide loss-of-function screens have been extensively used to reveal mechanisms of a variety of biological processes, approaches for performing genome-wide gain-of-function screens are still lacking. Here, we describe a pooled CRISPR activation (CRISPRa) screening platform in Drosophila cells and apply this method to both focused and genome-wide screens to identify rapamycin resistance genes. The screens identified three genes as novel rapamycin resistance genes: a member of SLC16 family of monocarboxylate transporters ( CG8468) , a member of the lipocalin protein family ( CG5399 ), and a zinc finger C2H2 transcription factor ( CG9932 ). Mechanistically, we demonstrate that CG5399 overexpression activates the RTK-Akt-mTOR signaling pathway and that activation of InR by CG5399 requires cholesterol and clathrin-coated pits at the cell membrane. This study establishes a novel platform for functional genetic studies in Drosophila cells.

Abstract Activated Ezrin-Radixin-Moesin (ERM) proteins link the plasma membrane to the actin cytoskeleton to generate apical structures, including microvilli. Among many kinases implicated in ERM activation are the homologs LOK and SLK. CRISPR/Cas9 was used to knockout all ERM proteins or LOK/SLK in human cells. LOK/SLK knockout eliminates all ERM activating phosphorylation. The apical domain of cells lacking LOK/SLK or ERMs is strikingly similar and selectively altered, with loss of microvill, and junctional actin replaced by ectopic myosin-II containing apical stress-fiber-like structures. Constitutively active ezrin can reverse the phenotypes of either ERMs or LOK/SLK knockouts, showing that the major function of LOK/SLK is to activate ERMs. Both knockout lines have elevated active RhoA with concomitant enhanced myosin light chain phosphorylation, revealing that active ERMs are negative regulators of RhoA. As RhoA-GTP activates LOK/SLK to activate ERM proteins, the ability of active ERMs to negatively regulate RhoA-GTP represents a novel local feedback loop necessary for the proper apical morphology of epithelial cells.

Mosquito-borne diseases present a worldwide public health burden. Genome-scale screening tools that could inform our understanding of mosquitos and their control are lacking. Here, we adapt a recombination-mediated cassette exchange system for delivery of CRISPR sgRNA libraries into cell lines from several mosquito species and perform pooled CRISPR screens in an Anopheles cell line. To implement this method, we engineered modified mosquito cell lines, validated promoters and developed bioinformatics tools for multiple mosquito species.

Adult stem cells can survive a wide variety of insults from ionizing radiation to toxic chemicals. To date, the multidrug resistant features of stem cells have been characterized only in vertebrates, where there is a critical need to understand how cancer stem cells thwart chemotherapy drugs. These studies reveal that the ability of both normal and cancer stem cells to survive toxins hinges on their high levels of expression of ABC transporters, transmembrane pumps that efflux lipophilic compounds out of cells. This has been observed across a wide spectrum of vertebrate stem cells including breast, blood, intestine, liver, and skin, suggesting that high efflux ability and multidrug resistance may be general features of stem cells that distinguish them from their differentiated daughter cells. Here we show that these previously described vertebrate stem cell features are conserved in Drosophila intestinal stem cells. Using a novel in vivo efflux assay and multiple drug challenges, we show that stem cells in the fly intestine depend on two ABC transporters--one constitutively expressed and the other induced--for efflux and multidrug resistance. These results suggest that stem cell multidrug resistance by ABC transporters is a general stem cell feature conserved over 500 million years of evolution.

Abstract Partial loss-of-function mutations in glycosylation pathways underlie a set of rare diseases called Congenital Disorders of Glycosylation (CDGs). In particular, DPAGT1-CDG is caused by mutations in the gene encoding the first step in N-glycosylation, DPAGT1 , and this disorder currently lacks effective therapies. To identify potential therapeutic targets for DPAGT1-CDG, we performed CRISPR knockout screens in Drosophila cells for genes associated with better survival and glycoprotein levels under DPAGT1 inhibition. We identified hundreds of candidate genes that may be of therapeutic benefit. Intriguingly, inhibition of the mannosyltransferase Dpm1, or its downstream glycosylation pathways, could rescue two in vivo models of DPAGT1 inhibition and ER stress, even though impairment of these pathways alone usually cause CDGs. While both in vivo models ostensibly cause ER stress (through DPAGT1 inhibition or a misfolded protein), we found a novel difference in fructose metabolism that may indicate glycolysis as a modulator of DPAGT1-CDG. Our results provide new therapeutic targets for DPAGT1-CDG, include the unique finding of Dpm1 -related pathways rescuing DPAGT1 inhibition, and reveal a novel interaction between fructose metabolism and ER stress.

CRISPR-Cas9 is a powerful genome editing technology in which a short guide RNA (sgRNA) confers target site specificity to achieve Cas9-mediated genome editing. Numerous sgRNA design tools have been developed based on reference genomes for humans and model organisms. However, existing resources are not optimal as genetic mutations or single nucleotide polymorphisms (SNPs) within the targeting region affect the efficiency of CRISPR-based approaches by interfering with guide-target complementarity. To facilitate identification of sgRNAs (1) in non-reference genomes, (2) across varying genetic backgrounds, or (3) for specific targeting of SNP-containing alleles, for example, disease relevant mutations, we developed a web tool, SNP-CRISPR (https://www.flyrnai.org/tools/snp_crispr/). SNP-CRISPR can be used to design sgRNAs based on public variant data sets or user-identified variants. In addition, the tool computes efficiency and specificity scores for sgRNA designs targeting both the variant and the reference. Moreover, SNP-CRISPR provides the option to upload multiple SNPs and target single or multiple nearby base changes simultaneously with a single sgRNA design. Given these capabilities, SNP-CRISPR has a wide range of potential research applications in model systems and potential applications for design of sgRNAs for disease-associated mutant correction.