Abstract Over the past decades, optimization of media formulation and feeding strategies have fueled a many-fold improvement in CHO-based biopharmaceutical production. While Design of Experiments (DOE) and media screens have led to many advances, genome editing offers another avenue for enhancing cell metabolism and bioproduction. However the complexity of metabolism, involving thousands of genes, makes it unclear which engineering strategies will result in desired traits. Here we developed a comprehensive pooled CRISPR screen for CHO cell metabolism, including ∼16,000 gRNAs against ∼2500 metabolic enzymes and regulators. We demonstrated the value of this screen by identifying a glutamine response network in CHO cells. Glutamine is particularly important since it is often substantially over-fed to drive increased TCA cycle flux but can lead to accumulation of toxic ammonia. Within the glutamine-response network, the deletion of a novel and poorly characterized lipase, Abhd11 , was found to substantially increase growth in glutamine-free media by altering the regulation of the TCA cycle. Thus, the screen provides an invaluable targeted platform to comprehensively study genes involved in any metabolic trait.

ABSTRACT Pooled CRISPR screens have been widely applied in mammalian cells to discover genes regulating various phenotypes of interest. In such screens, CRISPR components are generally delivered with a lentivirus. However, lentiviral CRISPR screens are limited by unpredictable genome insertion, the requirement of biosafety level II lab facilities and personnel trained to work with viruses. Here we established a virus-free (VF) genome-wide CRISPR screening platform for Chinese hamster ovary (CHO) cells with 74,617 gRNAs targeting 18,353 genes. Each gRNA expression cassette in the library is precisely integrated into a genomic landing pad thus reducing the clonal variation. Using this VF CRISPR screening platform, 338 genes are identified as essential for CHO cell growth and 76 genes were found to be involved in the unfolded protein response (UPR) induced endoplasmic reticulum (ER) stress. Extensive validation of the candidate genes further demonstrated the robustness of this novel non-viral CRISPR screen method.

ABSTRACT Chinese hamster ovary (CHO) cells, with their human-compatible glycosylation and high protein titers, are the most widely used cells for producing biopharmaceuticals. Engineering gene expression in CHO is key to improving drug quality and affordability. However, engineering gene expression or activating silent genes requires accurate annotation of the underlying regulatory elements and transcription start sites (TSSs). Unfortunately, most TSSs in the Chinese hamster genome were computationally predicted and are frequently inaccurate. Here, we revised TSS annotations for 15,308 Chinese hamster genes and 4,478 non-coding RNAs based on experimental data from CHO-K1 cells and 10 hamster tissues. The experimental realignment and discovery of TSSs now expose previously hidden motifs, such as the TATA box. We further demonstrate, by targeting the glycosyltransferase gene Mgat3 , how accurate annotations readily facilitate activating silent genes by CRISPRa to obtain more human-like glycosylation. Together, we envision our annotation and data will provide a rich resource for the CHO community, improve genome engineering efforts and aid comparative and evolutionary studies.

The Warburg effect is ubiquitous in proliferative mammalian cells, including cancer cells, but poses challenges for biopharmaceutical production, as lactate accumulation inhibits cell growth and protein production. Previous efforts to eliminate lactate production via knockout have failed in mammalian bioprocessing since lactate dehydrogenase has proven essential. However, here we eliminated the Warburg effect in Chinese hamster ovary (CHO) and HEK293 cells by simultaneously knocking out lactate dehydrogenase and regulators involved in a negative feedback loop that typically inhibits pyruvate conversion to acetyl-CoA. In contrast to long-standing assumptions about the role of aerobic glycolysis, Warburg-null cells maintain wildtype growth rate while producing negligible lactate. Further characterization of Warburg-null CHO cells showed a compensatory increase in oxygen consumption, a near total reliance on oxidative metabolism, and higher cell densities in fed-batch cell culture. These cells remained amenable for production of diverse biotherapeutic proteins, reaching industrially relevant titers and maintaining product glycosylation. Thus, the ability to eliminate the Warburg effect is an important development for biotherapeutic production and provides a tool for investigating a near-universal metabolic phenomenon.

Abstract Chinese hamster ovary (CHO) cells are the preferred mammalian host cells for therapeutic protein production that have been extensively engineered to possess the desired attributes for high-yield protein production. However, empirical approaches for identifying novel engineering targets are laborious and time-consuming. Here, we established a genome-wide CRISPR/Cas9 screening platform for CHO-K1 cells with 111,651 guide RNAs (gRNAs) targeting 21,585 genes using a virus-free recombinase-mediated cassette exchange-based gRNA integration method. Using this platform, we performed a positive selection screening under hyperosmotic stress conditions and identified 180 genes whose perturbations conferred resistance to hyperosmotic stress in CHO cells. Functional enrichment analysis identified hyperosmotic stress responsive gene clusters, such as tRNA wobble uridine modification and signaling pathways associated with cell cycle arrest. Furthermore, we validated 32 top-scoring candidates and observed a high rate of hit confirmation, demonstrating the potential of the screening platform. Knockout of the novel target genes, Zfr and Pnp , in monoclonal antibody (mAb)-producing recombinant CHO (rCHO) cells and bispecific antibody (bsAb)-producing rCHO cells enhanced their resistance to hyperosmotic stress, thereby improving mAb and bsAb production. Overall, the collective findings demonstrate the value of the screening platform as a powerful tool to investigate the functions of genes associated with hyperosmotic stress and to discover novel targets for rational cell engineering on a genome-wide scale in CHO cells.