‘Bottom-up fabrication’, which exploits the intrinsic properties of atoms and molecules to direct their self-organization, is widely used to make relatively simple nanostructures. A key goal for this approach is to create nanostructures of high complexity, matching that routinely achieved by ‘top-down’ methods. The self-assembly of DNA molecules provides an attractive route towards this goal. Here I describe a simple method for folding long, single-stranded DNA molecules into arbitrary two-dimensional shapes. The design for a desired shape is made by raster-filling the shape with a 7-kilobase single-stranded scaffold and by choosing over 200 short oligonucleotide ‘staple strands’ to hold the scaffold in place. Once synthesized and mixed, the staple and scaffold strands self-assemble in a single step. The resulting DNA structures are roughly 100 nm in diameter and approximate desired shapes such as squares, disks and five-pointed stars with a spatial resolution of 6 nm. Because each oligonucleotide can serve as a 6-nm pixel, the structures can be programmed to bear complex patterns such as words and images on their surfaces. Finally, individual DNA structures can be programmed to form larger assemblies, including extended periodic lattices and a hexamer of triangles (which constitutes a 30-megadalton molecular complex). DNA is a popular building block for nanostructures as it combines self-assembly with programmability and a plethora of chemical techniques for its manipulation. There is an extensive literature on DNA nanomaterials, but a procedure described this week breaks many of the fabrication rules established in the field. Paradoxically, although it ignores sequence design, strand purity and strand concentration ratios, the new method yields DNA nanostructures that are larger and more complex than previously possible. The one-pot method uses a few hundred short DNA strands to ‘staple’ a very long strand into two-dimensional structures that adopt any desired shape, like the ‘nanoface’ on the cover. Individual staples can be made into nanometre-scale pixels that create surface patterns on a given 100-nm shape (like the Americas map and snowflakes), or to combine shapes into larger structures (the hexagon of triangles). A robust, versatile, one-pot bottom-up nanotechnology fabrication method uses a few-hundred short DNA strands to 'staple' a very long strand into two-dimensional structures of 100 nm in diameter and resembling any desired shape, such as squares, 'nanofaces' and stars.

Algorithms and information, fundamental to technological and biological organization, are also an essential aspect of many elementary physical phenomena, such as molecular self-assembly. Here we report the molecular realization, using two-dimensional self-assembly of DNA tiles, of a cellular automaton whose update rule computes the binary function XOR and thus fabricates a fractal pattern--a Sierpinski triangle--as it grows. To achieve this, abstract tiles were translated into DNA tiles based on double-crossover motifs. Serving as input for the computation, long single-stranded DNA molecules were used to nucleate growth of tiles into algorithmic crystals. For both of two independent molecular realizations, atomic force microscopy revealed recognizable Sierpinski triangles containing 100-200 correct tiles. Error rates during assembly appear to range from 1% to 10%. Although imperfect, the growth of Sierpinski triangles demonstrates all the necessary mechanisms for the molecular implementation of arbitrary cellular automata. This shows that engineered DNA self-assembly can be treated as a Turing-universal biomolecular system, capable of implementing any desired algorithm for computation or construction tasks.

A 20-variable instance of the NP-complete three-satisfiability (3-SAT) problem was solved on a simple DNA computer. The unique answer was found after an exhaustive search of more than 1 million (2(20)) possibilities. This computational problem may be the largest yet solved by nonelectronic means. Problems of this size appear to be beyond the normal range of unaided human computation.

DNA self-assembly provides a programmable bottom-up approach for the synthesis of complex structures from nanoscale components. Although nanotubes are a fundamental form encountered in tile-based DNA self-assembly, the factors governing tube structure remain poorly understood. Here we report and characterize a new type of nanotube made from DNA double-crossover molecules (DAE-E tiles). Unmodified tubes range from 7 to 20 nm in diameter (4 to 10 tiles in circumference), grow as long as 50 μm with a persistence length of ∼4 μm, and can be programmed to display a variety of patterns. A survey of modifications (1) confirms the importance of sticky-end stacking, (2) confirms the identity of the inside and outside faces of the tubes, and (3) identifies features of the tiles that profoundly affect the size and morphology of the tubes. Supported by these results, nanotube structure is explained by a simple model based on the geometry and energetics of B-form DNA.

Article The program-size complexity of self-assembled squares (extended abstract) Share on Authors: Paul W. K. Rothemund Dept. of Computer Science, University of Southern California Dept. of Computer Science, University of Southern CaliforniaView Profile , Erik Winfree Dept. of Computer Science and CNS, California Institute of Technology Dept. of Computer Science and CNS, California Institute of TechnologyView Profile Authors Info & Claims STOC '00: Proceedings of the thirty-second annual ACM symposium on Theory of computingMay 2000 Pages 459–468https://doi.org/10.1145/335305.335358Online:01 May 2000Publication History 251citation994DownloadsMetricsTotal Citations251Total Downloads994Last 12 Months30Last 6 weeks8 Get Citation AlertsNew Citation Alert added!This alert has been successfully added and will be sent to:You will be notified whenever a record that you have chosen has been cited.To manage your alert preferences, click on the button below.Manage my AlertsNew Citation Alert!Please log in to your account Save to BinderSave to BinderCreate a New BinderNameCancelCreateExport CitationPublisher SiteGet Access

Artificial DNA nanostructures1,2 show promise for the organization of functional materials3,4 to create nanoelectronic5 or nano-optical devices. DNA origami, in which a long single strand of DNA is folded into a shape using shorter ‘staple strands’6, can display 6-nm-resolution patterns of binding sites, in principle allowing complex arrangements of carbon nanotubes, silicon nanowires, or quantum dots. However, DNA origami are synthesized in solution and uncontrolled deposition results in random arrangements; this makes it difficult to measure the properties of attached nanodevices or to integrate them with conventionally fabricated microcircuitry. Here we describe the use of electron-beam lithography and dry oxidative etching to create DNA origami-shaped binding sites on technologically useful materials, such as SiO2 and diamond-like carbon. In buffer with ∼100 mM MgCl2, DNA origami bind with high selectivity and good orientation: 70–95% of sites have individual origami aligned with an angular dispersion (±1 s.d.) as low as ±10° (on diamond-like carbon) or ±20° (on SiO2). Individual DNA origami shapes can be positioned and aligned on technologically useful substrates that have been patterned using electron-beam lithography and dry oxidative etching.

Large-scale nanoarrays of single biomolecules enable high-throughput assays while unmasking the underlying heterogeneity within ensemble populations. Until recently, creating such grids which combine the unique advantages of microarrays and single-molecule experiments (SMEs) has been particularly challenging due to the mismatch between the size of these molecules and the resolution of top-down fabrication techniques. DNA Origami Placement (DOP) combines two powerful techniques to address this issue: ( i ) DNA origami, which provides a ∼ 100-nm self-assembled template for single-molecule organization with 5 nm resolution, and ( ii ) top-down lithography, which patterns these DNA nanostructures, transforming them into functional nanodevices via large-scale integration with arbitrary substrates. Presently, this technique relies on state-of-the-art infrastructure and highly-trained personnel, making it prohibitively expensive for researchers. Here, we introduce a bench-top technique to create meso-to-macro-scale DNA origami nanoarrays using self-assembled colloidal nanoparticles, thereby circumventing the need for top-down fabrication. We report a maximum yield of 74%, two-fold higher than the statistical limit of 37% imposed on non-specific molecular loading alternatives. Furthermore, we provide a proof-of-principle for the ability of this nanoarray platform to transform traditionally low-throughput, stochastic, single-molecule assays into high-throughput, deterministic ones, without compromising data quality. Our approach has the potential to democratize single-molecule nanoarrays and demonstrates their utility as a tool for biophysical assays and diagnostics.

Interactions between membrane proteins are essential for cell survival and proper function, but the structural and mechanistic details of these interactions are often poorly understood. Even the biologically functional ratio of protein components within a multi-subunit membrane complex—the native stoichiometry—is difficult to establish. We have demonstrated digital nanoreactors that can control interactions between lipid-bound molecular receptors along three key dimensions: stoichiometric, spatial, and temporal. Each nanoreactor is based on a DNA origami ring, which both templates the synthesis of a liposome and provides tethering sites for DNA-based receptors. Receptors are released into the liposomal membrane using strand displacement and a DNA logic gate measures receptor heterodimer formation. High-efficiency tethering of receptors enables the kinetics of receptors in 1:1 and 2:2 absolute stoichiometries to be observed by bulk fluorescence in a plate reader which in principle is generalizable to any ratio. Similar ‘single molecule in bulk’ experiments using DNA-linked membrane proteins could determine native stoichiometry and the kinetics of membrane protein interactions for applications ranging from signalling research to drug discovery.