Abstract Treg are critical regulators of immune homeostasis, and increasing evidence demonstrates that environment-driven Treg differentiation into effector (e)Treg is crucial for optimal functioning. However, human Treg programming under inflammatory conditions remains poorly understood. Here, we combine transcriptional and epigenetic profiling to identify the human eTreg core signature. Functional autoimmune inflammation-derived Treg display a unique transcriptional profile characterized by upregulation of both a core Treg (FOXP3, CTLA-4, TIGIT) and effector program (GITR, BLIMP-1, BATF). We identified a specific human eTreg signature that includes the vitamin D receptor (VDR) as predicted key-regulator in eTreg differentiation. H3K27ac/H3K4me1 occupancy revealed pronounced changes in the (super-)enhancer landscape, including enrichment of the binding motif for VDR and BATF. The observed Treg profile showed striking overlap with tumor-infiltrating Treg. Our data demonstrate that human inflammation-derived Treg acquire a specific eTreg profile guided by epigenetic changes. The core eTreg profile is conserved, and fine-tuned by environment-specific adaptations.

RasGRP1 is a Ras guanine nucleotide exchange factor, and an essential regulator of lymphocyte receptor signaling. In mice, Rasgrp1 deletion results in defective T lymphocyte development. RASGRP1 -deficient patients suffer from immune deficiency, and the RASGRP1 gene has been linked to autoimmunity. However, how RasGRP1 levels are regulated, and if RasGRP1 dosage alterations contribute to autoimmunity remains unknown. We demonstrate that diminished Rasgrp1 expression caused defective T lymphocyte selection in C57BL/6 mice, and that the severity of inflammatory disease inversely correlates with Rasgrp1 expression levels. In patients with autoimmunity, active inflammation correlated with decreased RASGRP1 levels in CD4+ T cells. By analyzing H3K27 acetylation profiles in human T cells, we identified a RASGRP1 enhancer that harbors autoimmunity-associated SNPs. CRISPR-Cas9 disruption of this enhancer caused lower RasGRP1 expression, and decreased binding of RUNX1 and CBFB transcription factors. Analyzing patients with autoimmunity, we detected reduced RUNX1 expression in CD4+ T cells. Lastly, we mechanistically link RUNX1 to transcriptional regulation of RASGRP1 to reveal a key circuit regulating RasGRP1 expression, which is vital to prevent inflammatory disease.