Pharmacologically-induced activation of replication competent proviruses from latency in the presence of antiretroviral treatment (ART) has been proposed as a step towards curing HIV-1 infection. However, until now, approaches to reverse HIV-1 latency in humans have yielded mixed results. Here, we report a proof-of-concept phase Ib/IIa trial where 6 aviremic HIV-1 infected adults received intravenous 5 mg/m2 romidepsin (Celgene) once weekly for 3 weeks while maintaining ART. Lymphocyte histone H3 acetylation, a cellular measure of the pharmacodynamic response to romidepsin, increased rapidly (maximum fold range: 3.7–7.7 relative to baseline) within the first hours following each romidepsin administration. Concurrently, HIV-1 transcription quantified as copies of cell-associated un-spliced HIV-1 RNA increased significantly from baseline during treatment (range of fold-increase: 2.4–5.0; p = 0.03). Plasma HIV-1 RNA increased from <20 copies/mL at baseline to readily quantifiable levels at multiple post-infusion time-points in 5 of 6 patients (range 46–103 copies/mL following the second infusion, p = 0.04). Importantly, romidepsin did not decrease the number of HIV-specific T cells or inhibit T cell cytokine production. Adverse events (all grade 1–2) were consistent with the known side effects of romidepsin. In conclusion, romidepsin safely induced HIV-1 transcription resulting in plasma HIV-1 RNA that was readily detected with standard commercial assays demonstrating that significant reversal of HIV-1 latency in vivo is possible without blunting T cell-mediated immune responses. These finding have major implications for future trials aiming to eradicate the HIV-1 reservoir.clinicaltrials.gov NTC02092116.

Abstract The SARS-CoV-2 pandemic currently prevails worldwide. To understand the immunological signature of SARS-CoV-2 infections and aid the search for treatments and vaccines, comprehensive characterization of adaptive immune responses towards SARS-CoV-2 is needed. We investigated the breadth and potency of antibody-, and T-cell immune responses, in 203 recovered SARS-CoV-2 infected patients who presented with asymptomatic to severe infections. We report very broad serological profiles with cross-reactivity to other human coronaviruses. Further, >99% had SARS-CoV-2 epitope specific antibodies, with SARS-CoV-2 neutralization and spike-ACE2 receptor interaction blocking observed in 95% of individuals. A significant positive correlation between spike-ACE2 blocking antibody titers and neutralization potency was observed. SARS-CoV-2 specific CD8 + T-cell responses were clear and quantifiable in 90% of HLA-A2 + individuals. The viral surface spike protein was identified as the dominant target for both neutralizing antibodies and CD8 + T cell responses. Overall, the majority of patients had robust adaptive immune responses, regardless of disease severity. Author summary SARS-CoV-2 can cause severe and deadly infections. However, the immunological understanding of this viral infection is limited. Currently, several vaccines are being developed to help limit transmission and prevent the current pandemic. However, basic understanding of the adaptive immune response developed during SARS-CoV-2 infections is needed to inform further vaccine development and to understand the protective properties of the developed immune response. We investigated, the adaptive immune response developed during SARS-CoV-2 infections in recovered patients experiencing a full spectrum of disease severity, from asymptomatic infections to severe cases requiring hospitalization. We used a novel multiplex serological platform, cell-based neutralization assays and dextramer flow cytometry assays to characterize a broad and robust humoral and cellular immune response towards SARS-CoV-2. We found that the vast majority of recovered individuals have clear detectable and functional SARS-CoV-2 spike specific adaptive immune responses, despite diverse disease severities. The detection of both a humoral and cellular functional spike specific immune response in the vast majority of the individuals, irrespective of asymptomatic manifestations, supports vaccine designs currently underway, and encourages further exploration of whether primary infections provide protection to reinfection.

Abstract There are two known mechanisms by which natural killer (NK) cells recognize and kill diseased targets: (i) direct killing and (ii) antibody-dependent cell-mediated cytotoxicity (ADCC). We investigated an indirect NK cell activation strategy for the enhancement of human NK cell killing function. We did this by leveraging the fact that toll-like receptor 9 (TLR9) agonism within pools of human peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) results in a robust interferon signaling cascade that leads to NK cell activation. After TLR9 agonist stimulation, NK cells were enriched and incorporated into assays to assess their ability to kill tumor cell line targets. Notably, differential impacts of TLR9 agonism were observed—direct killing was enhanced while ADCC was not increased. To ensure that the observed differential effects were not attributable to differences between human donors, we recapitulated the observation using our Natural Killer—Simultaneous ADCC and Direct Killing Assay (NK-SADKA) that controls for human-to-human differences. Next, we observed a treatment-induced decrease in NK cell surface CD16—known to be shed by NK cells post-activation. Given the essential role of CD16 in ADCC, such shedding could account for the observed differential impact of TLR9 agonism on NK cell-mediated killing capacity.