Abstract HIV integration occurs in chromatin sites that favor the release of high levels of viral progeny, alternatively the virus is also able to discreetly coexist with the host. The viral infection perturbs the cellular environment inducing the remodeling of the nuclear landscape. Indeed, HIV-1 triggers the nuclear clustering of the host factor CPSF6, but the underlying mechanism is poorly understood. Our data indicate that HIV usurps a recently discovered biological phenomenon, called liquid-liquid phase separation (LLPS), to hijack the host cell. We observed CPSF6 clusters as part of HIV-induced membraneless organelles (HIV-1 MLOs) in macrophages, which are one of the main HIV target cells. We describe that HIV-1 MLOs follow phase separation rules and represent functional biomolecular condensates. We highlight HIV-1 MLOs as hubs of nuclear reverse transcription, while the double stranded viral DNA, once formed, rapidly migrates outside these structures. Transcription-competent proviruses localize outside, but near HIV-1 MLOs, in LEDGF-abundant regions, known to be active chromatin sites. Therefore, HIV-1 MLOs orchestrate viral events prior to the integration step and create a favorable environment for the viral replication. This study uncovers single functional host-viral complexes in their nuclear landscape, which is markedly restructured by HIV-1.

Summary In order to replicate, the Human Immunodeficiency Virus (HIV-1) reverse transcribes its RNA genome into DNA, which subsequently integrates into host cell chromosomes. These two key events of the viral life cycle are commonly viewed as separate not only in time but also in cellular space, since reverse transcription (RT) is thought to be completed in the cytoplasm before nuclear import and integration. However, the spatiotemporal organization of the early replication cycle in macrophages, natural non-dividing target cells that constitute reservoirs of HIV-1 and an obstacle to curing AIDS, remains unclear. Here, we demonstrate that infected macrophages display large nuclear foci of viral DNA and viral RNA, in which multiple genomes cluster together. These clusters form in the absence of chromosomal integration, sequester the paraspeckle protein CPSF6 and localize to nuclear speckles. Strikingly, we show that viral RNA clusters consist mostly of genomic, incoming RNA, both in cells where RT is pharmacologically suppressed and in untreated cells. We demonstrate that, after temporary inhibition, RT can resume in the nucleus and lead to vDNA accumulation in these clusters. We further show that nuclear RT can result in transcription competent viral DNA. These findings change our understanding of the early HIV-1 replication cycle, and may have implications for understanding HIV-1 persistence.

Disruption of cyclophilin A (CypA)-capsid interactions affects HIV-1 replication in human lymphocytes. To understand the mechanism, we used Jurkat cells, human PBMCs, and human CD4+ T cells. Our results showed that the inhibition of HIV-1 infection caused by disrupting CypA-capsid interactions is dependent on human TRIM5α (TRIM5αhu), suggesting that TRIM5αhu restricts HIV-1. Accordingly, we found that TRIM5αhu binds to the HIV-1 core. Disruption of CypA-capsid interactions failed to affect HIV-1-A92E infection, correlating with the loss of TRIM5αhu binding to HIV-1-A92E cores. Disruption of CypA-capsid interactions in PBMCs and CD4+ T cells had a greater inhibitory effect on HIV-1 when compared to Jurkat cells. HIV-1-A92E infection of PBMCs and CD4+ T cells was unaffected by disruption of CypA-capsid interactions. Consistent with TRIM5α restriction, disruption of CypA-capsid interactions in CD4+ T cells inhibited reverse transcription. Overall, our results showed that CypA binding to the core protects HIV-1 from TRIM5αhu restriction.

Retroviral replication proceeds through obligate integration of the viral DNA into the host genome. To enter the nucleus, the viral DNA must be led through the nuclear pore complex (NPC). During HIV-1 cytoplasmic journey, the viral core acts like a shell to protect the viral genetic material from antiviral sensors and ensure an adequate environment for the reverse transcription. However, the relatively narrow size of the nuclear pore channel requires that the HIV-1 core reshapes into a structure that fits the pore. On the other hand, the organization of the viral CA proteins that remain associated to the pre-integration complex (PIC) during and after nuclear translocation, in particular, in human lymphocytes, the main target cells of HIV-1, is still enigmatic. In this study, we analysed the progressive organizational changes of viral CA proteins within the cytoplasm and the nucleus by immuno-gold labelling. Furthermore, we set up a novel technology, HIV-1 ANCHOR, which enables specific detection of the retrotranscribed DNA by fluorescence microscopy, thereby uncovering the architecture of the potential HIV-1 PIC. Thus, we revealed DNA- and CA-positive complexes by correlated light- and electron microscopy (CLEM). During and after nuclear translocation, HIV-1 appears as a complex of viral DNA decorated by multiple viral CA proteins remodelled in a pearl necklace shape. Thus, we observed how CA proteins reshape around the viral DNA to permit the entrance of the HIV-1 in the nucleus. This particular CA protein complex composed by the integrase and the retrotranscribed DNA leads HIV-1 genome inside the host nucleus to potentially replicate. Our findings contribute to the understanding of the early steps of HIV-1 infection and provide new insights into the organization of HIV-1 CA proteins during and after viral nuclear entry.